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Jul 23, 2023

Diseño, síntesis y estudios in silico de quinolina.

Scientific Reports volumen 12, Número de artículo: 14019 (2022) Cite este artículo 1857 Accesos 10 Citas Detalles de métricas En este estudio, se analizaron 18 nuevos derivados de benzo[d]imidazol a base de quinolina.

Scientific Reports volumen 12, número de artículo: 14019 (2022) Citar este artículo

1857 Accesos

10 citas

Detalles de métricas

En este estudio, se sintetizaron y examinaron 18 nuevos derivados de benzo[d]imidazol a base de quinolina y se analizaron para determinar su potencial inhibidor de la α-glucosidasa. Todos los compuestos de la serie, excepto 9q, mostraron una inhibición significativa de la α-glucosidasa con valores de IC50 en el rango de 3,2 ± 0,3–185,0 ± 0,3 µM, en comparación con el fármaco estándar acarbosa (IC50 = 750,0 ± 5,0 µM). Un estudio cinético indicó que el compuesto 9d, como derivado más potente contra la α-glucosidasa, era un inhibidor de tipo competitivo. Además, el estudio de acoplamiento molecular reveló las interacciones de unión efectivas de 9d con el sitio activo de la enzima α-glucosidasa. Los resultados indican que los compuestos diseñados tienen potencial para estudiarse más a fondo como nuevos agentes antidiabéticos.

La diabetes mellitus (DM) es una enfermedad metabólica crónica caracterizada por hiperglucemia, con trastorno en el metabolismo de carbohidratos, grasas y proteínas en el cuerpo1. La DM es conocida como una importante amenaza para la salud pública, con alrededor de 450 millones de casos en todo el mundo en 2019. Se espera que esta cifra aumente a 700 millones para 2045 en todo el mundo, lo que confirma que se requieren más acciones en este campo2,3. La DM a largo plazo puede aumentar el riesgo de diversas complicaciones de salud, como ceguera, insuficiencia renal, amputación del pie, así como enfermedades cardiovasculares, retinopatía y renales4. La diabetes mellitus tipo 2 (DM2), con alrededor del 90% de todos los casos, se clasifica como un subtipo importante de DM. Se consideró que el control de la glucemia podría ser una prevención y tratamiento eficaz de la DM25,6,7.

La α-glucosidasa (EC 3.2.1.20) es una enzima hidrolasa catalítica presente en el borde en cepillo del intestino delgado que hidroliza oligosacáridos, trisacáridos y disacáridos a glucosa y otros monosacáridos en sus extremos no reductores7,8,9,10. Los monosacáridos producidos, especialmente la glucosa, ingresan al torrente sanguíneo, provocando hiperglucemia posprandial y provocando diabetes11,12,13. Por lo tanto, la inhibición de la α-glucosidasa podría reducir la digestión de carbohidratos, retrasar la absorción de glucosa y, en consecuencia, disminuir los niveles de azúcar en sangre14,15. La enzima α-glucosidasa puede ser inhibida por acarbosa, voglibosa y miglitol con una eficacia subóptima16. Además, la administración prolongada del mencionado inhibidor puede provocar varios efectos secundarios, como dolor abdominal, diarrea y flatulencia. Como resultado, es muy necesario contar con inhibidores eficaces para atacar la α-glucosidasa17,18,19.

En las últimas décadas, diferentes moléculas pequeñas sintéticas, incluidas benzo[d]imidazol20, isatina21, benzo[b]tiofeno22, pirimidina23, xantona24, cromeno6, azol18,25, contra la α-glucosidasa, atrajeron cada vez más atención.

Con respecto a las propiedades antidiabéticas prometedoras de la estructura heterocíclica de quinolona y del resto de benzo[d]imidazol, en este estudio, se sintetizaron y evaluaron su potencial de inhibición contra la nueva serie de benzo[d]imidazol a base de quinolina que contienen diferentes derivados de acetamida. Enzima α-glucosidasa. Además, se realizaron estudios cinéticos y de acoplamiento molecular del compuesto más potente para evaluar su patrón de inhibición contra la α-glucosidasa.

Durante los últimos años se han identificado varios inhibidores de la α-glucosidasa no basados ​​en azúcares. La selección aleatoria de la biblioteca interna dio como resultado la introducción del compuesto A (Fig. 1) que contiene un resto benzo[d]imidazol con buena potencia contra la α-glucosidasa20. La optimización estructural posterior de A dio como resultado una serie de nuevos derivados de 2-fenil-1H-benzo[d]imidazol (compuestos B y C) con valores de CI50 en el rango de 0,71 a > 100 µM en comparación con la acarbosa como control positivo con un valor IC50 de 258,53 ± 1,27 µM. El estudio preliminar de las relaciones estructura-actividad (SAR) reveló que el núcleo de benzo[d]imidazol desempeñaba un papel clave en la inhibición de la actividad de la α-glucosidasa17.

Ilustración esquemática de inhibidores de α-glucosidasa informados anteriormente y compuestos de nuevo diseño.

Además, estudios recientes demostraron la actividad inhibidora de la α-glucosidasa de los compuestos que contienen quinolina. Los resultados preliminares del bioensayo revelaron que los compuestos D y E (Fig. 1) tenían una potencia inhibidora significativa en comparación con la acarbosa (IC50 = 66,5 ± 1,5 µg/ml)26. Para mejorar aún más la actividad inhibidora de la α-glucosidasa de los derivados de quinolona, ​​se llevó a cabo la modificación estructural. Estos análogos exhibieron potencial inhibidor con valores de IC50 en los rangos entre 2,60 y 102,12 μM (Compuesto F, Fig. 1)27.

Además, se informó que el resto metiltioacetamida (compuestos G y H) no solo puede mejorar la inhibición de la α-glucosidasa generando una estructura óptima para participar de manera efectiva dentro del sitio activo, sino también proporcionar un sitio adecuado para la derivatización28,29,30.

En este contexto, se aplicó la hibridación molecular como una poderosa herramienta para el diseño de fármacos, de modo que el benzo[d]imidazol y la quinolina, como potentes farmacóforos heterocíclicos, se conjugaron con diferentes derivados de acetamida. Se sintetizaron y evaluaron nuevos compuestos diseñados para determinar sus actividades inhibidoras de la α-glucosidasa. Se realizaron estudios SAR preliminares. Además, se realizaron estudios cinéticos y evaluaciones in silico para evaluar la unión del compuesto activo a la enzima.

La síntesis de los compuestos 9a – r se muestra esquemáticamente en la Fig. 2. Brevemente, se añadió gota a gota cloruro de fosforilo en N, N-dimetilformamida (DMF) a la N-fenilacetamida fría (1) en condiciones de reflujo durante 15 h para obtener 2- cloroquinolina-3-carbaldehído (2)31. Luego se disolvieron el compuesto 2 y el sulfuro de sodio en DMF y se agitaron a temperatura ambiente durante 2 h para lograr 3-formil-2-mercaptoquinolina (3)32. Luego, la reacción de O-fenilendiaminas (4) y 3-formil-2-mercaptoquinolina (3) en presencia de metabisulfito de sodio en DMF a 150 °C durante 2 h proporcionó el compuesto objetivo 533. Síntesis de los compuestos deseados 8a-r se realizó mediante la reacción de derivados de anilina (6a – r) con cloruro de cloroacetilo (7) en DMF34. Finalmente, la reacción de los compuestos 8a-r y el compuesto 5 en acetona en presencia de K2CO3 condujo a la formación de los productos 9a-r35. La estructura de todos los compuestos se confirmó mediante espectroscopía de RMN e IR, así como análisis elemental.

Síntesis de los compuestos 9a – r.

Los resultados del ensayo inhibidor de la α-glucosidasa se muestran en la Tabla 1. En general, todos los compuestos mostraron una inhibición significativa de la α-glucosidasa con valores de CI50 en el rango de 3,2 ± 0,3 a 185,0 ± 0,3 µM en comparación con la acarbosa con un valor de CI50 de 750,0 ± 5,0 µM. La excepción vuelve a 9q que mostró IC50 > 750.

Como se puede observar en la Tabla 1, la estructura de bencimidazol-tioquinolina que porta fenilacetamida exhibió buenas actividades inhibidoras contra la α-glucosidasa (9a, IC50 = 30,2 ± 0,4 µM). La incorporación de un átomo de flúor en la posición orto de la fenilacetamida (9b) dio como resultado una pérdida de potencia de alrededor del doble en comparación con 9a. Además, cambiar la posición de orto a para en el compuesto 9c (IC50 = 13,5 ± 0,6 µM) dio como resultado el segundo derivado potente en el conjunto sustituido con halógeno.

De manera impotente, la introducción de 3-clorofenilo en la posición R, compuestos 9d, mostró una inhibición significativa de la α-glucosidasa (IC50 = 3,2 ± 0,3 µM) con una mejora de aproximadamente 250 veces en la potencia en comparación con el control positivo, acarbosa. De hecho, el compuesto 9e (R = 4-clorofenilo, IC50 = 110,4 ± 0,2 µM) tuvo una actividad inferior en comparación con el 9d. La sustitución de cloro por bromo dio como resultado los compuestos 9f y 9g. El compuesto 9f (R = 2-bromofenilo) fue otro potente derivado en el conjunto sustituido con halógeno (IC50 = 23,4 ± 0,2 µM). Sin embargo, la conversión de la sustitución de 2-Br a 4-Br no fue favorable (9 g, IC50 = 185,0 ± 0,3 µM) en comparación con 9f. Además, el 9h, como derivado de cloro multisustituido con actividades inferiores en comparación con el 9c, aún exhibe una potencia prometedora en comparación con la acarbosa.

En general, el grupo sustractor de monoelectrones (EWG) en la posición para tuvo un efecto destructivo contra la α-glucosidasa, mientras que las posiciones orto y meta parecen más favorables. La excepción a esta tendencia fue el 9c que contiene 4-flúor. Esto podría deberse al menor tamaño y mejor electronegatividad respecto al resto de derivados halógenos.

Las evaluaciones de 9j–m como grupo monosustituido donador de electrones (EDG) mostraron una mejora general en la potencia, de modo que 9l (R = 4-metoxifenilo) con una IC50 de 5,7 ± 0,3 μM se clasificó como el inhibidor más potente en este grupo y la segunda entrada más potente entre todos los derivados, seguida de 9k (R = 4-metilfenilo) y 9j (R = 2-metilfenilo). A continuación, se realizó la evaluación de los compuestos 9n y 9o y, decepcionantemente, el 9o que porta un resto simétrico multisustituido (R = 2,6-diCH3, IC50 = 147,0 µM) registró la reducción en la actividad en comparación con el 9n. Sin embargo, el derivado 9o aún demostró una mejora de aproximadamente ocho veces en la potencia en comparación con la acarbosa con una CI50 de 750,0 µM.

Evaluaciones precisas sobre los derivados 9j-o también indicaron que la posición de las sustituciones parece tener el papel más dominante en la inhibición en comparación con la lipofilicidad de la fracción.

También se realizaron evaluaciones de sustitución de anillos en las que se reemplazó fenilo (9a) por naftilo (9p). Una mejora en la actividad mostró que una estructura masiva es más favorable.

A continuación, la investigación de SAR indicó que los restos nitro (9i, IC50 = 19,7 ± 0,2 µM) y metoxi (9l, IC50 = 5,7 ± 0,3 µM) eran sustituyentes óptimos en la posición para de la fenilacetamida, lo que mejoró la inhibición de la α-glucosidasa. Estos resultados sugirieron que dicha sustitución probablemente pueda mejorar la interacción ligando-proteína con el sitio activo de la α-glucosidasa.

También se sintetizaron 9q y 9r para evaluar el papel del alargamiento del conector entre las sustituciones de arilo y el resto tioacteamida. El compuesto 9q con sustitución bencilo mostró una reducción espectacular en la inhibición de la α-glucosidasa en comparación con el 9a, que mostró el efecto destructivo del alargamiento del conector en los derivados no sustituidos. Además, hubo una tendencia similar en la potencia del 9r que contiene 4-fluorobencilo en comparación con el 9c (R = 4-fluorofenilo).

El resumen de los SAR para mejorar la actividad inhibidora de la α-glucosidasa se muestra en la Fig. 3. En general, se puede entender que el derivado más potente (9d) exhibió una mejor actividad inhibidora contra la α-glucosidasa en comparación con los compuestos principales, incluidos los informados del A al G. en la Fig. 1 con respecto a su control positivo.

Resumen de los SAR.

Para comprender mejor el mecanismo de acción del 9d como el inhibidor de la α-glucosidasa más potente, se realizaron mediciones cinéticas. Según la Fig. 4a, el gráfico de Lineweaver-Burk mostró que el Km aumentó gradualmente y la Vmax permaneció sin cambios al aumentar la concentración de inhibidor, lo que indica una inhibición competitiva. Los resultados muestran que 9d se une al sitio activo de la enzima y compite con el sustrato por la unión al sitio activo. Además, la gráfica de Km frente a diferentes concentraciones de inhibidor dio una estimación de la constante de inhibición, Ki de 3,2 µM (Fig. 4b).

Cinética de inhibición de la α-glucosidasa por 9d. (a) El diagrama de Lineweaver-Burk en ausencia y presencia de diferentes concentraciones de 9d; (b) la gráfica secundaria entre Km y varias concentraciones de 9d.

Para identificar la precisión y validación de los procedimientos de acoplamiento, se realizó el autoacoplamiento de acarbosa (como ligando cristalográfico) mediante acoplamiento de ajuste inducido del software Schrödinger. La alineación de la mejor postura de la acarbosa en el sitio activo de la α-glucosidasa y el ligando cristalográfico registró un valor de RMSD de 1,73 Å (RMSD debe ser inferior a 2 Å), lo que confirma la precisión del acoplamiento. A continuación, se repitió el mismo procedimiento de acoplamiento con todos los derivados y se analizó su unión a la α-glucosidasa. Los resultados se resumen en la Tabla 2.

Los estudios in silico mostraron que la energía de unión de la acarbosa era de -6,14 kcal/mol, mientras que el valor de puntuación de deslizamiento de 9a-r oscila entre -4,65 y -6,92 kcal/mol. Como se puede observar, el derivado más potente en ensayo in vitro fue 9d (IC50 = 3,2 ± 0,3) > 9l (IC50 = 5,7 ± 0,3 µM) > 9n (IC50 = 9,8 ± 0,5 µM) > 9k (IC50 = 12,3 ± 0,2 µM) exhibió los mejores resultados in silico con un valor de puntuación de deslizamiento de − 6,92, − 6,33, − 6,90 y − 6,72 kcal/mol, respectivamente. Las evaluaciones de los derivados menos potentes, 9q (IC50 > 750), 9g (IC50 = 185,0 ± 0,3) y 9o (IC50 = 147,0 ± 0,2) revelan una baja interacción de unión con la enzima objetivo con una energía de unión de − 4,30, − 4,65 y − 4,99. valor.

Los resultados del acoplamiento entre la α-glucosidasa y el compuesto 9d se muestran en la Fig. 5. El compuesto 9d se insertó bien en el sitio activo y registró una puntuación de Glide de -6,92. El compuesto 9d estableció una interacción crítica de enlaces de hidrógeno con Trp481 y bencimidazol. Además, el bencimidazol participó en la interacción pi-catión con Arg600. En el otro lado de la molécula, la 3-clorofenilacetamida estableció una interacción unida a H con Asp616 y una interacción unida a halógeno con Leu677. En particular, en la mayoría de los derivados, el andamio diseñado participó en las interacciones críticas dentro del sitio activo de la enzima y mostró tipos similares de interacciones con el ligando nativo.

3D y 2D propusieron modos de unión del compuesto 9d (color azul) con α-glucosidasa.

En este estudio, se diseñaron y sintetizaron una serie de nuevos benzo[d]imidazol a base de quinolina que contienen diferentes derivados de acetamida y se realizó su actividad inhibidora contra la α-glucosidasa. La mayoría de estos derivados mostraron una mayor actividad en comparación con la acarbosa como control positivo. El análisis del SAR indicó que la sustitución de metacloro, así como el grupo polar con posibles interacciones de hidrógeno en la posición R, fue beneficiosa para la inhibición de la α-glucosidasa. Se eligió el candidato más potente de esta serie, 9d (IC50 = 3,2 ± 0,3 µM), para una evaluación biológica adicional. Las evaluaciones de la cinética enzimática indicaron que el compuesto 9d inhibía la α-glucosidasa de forma competitiva (Ki = 3,2 µM). Según el estudio de acoplamiento, el compuesto 9d se adaptó bien al sitio activo de la α-glucosidasa a través de interacciones tanto hidrofóbicas como de hidrógeno. En general, se puede entender que el derivado más potente (9d) exhibió una mejor actividad inhibidora contra la a-glucosidasa en comparación con los compuestos principales, incluidos A, a G, informados en comparación con el control positivo informado en la Fig. 1. Las evaluaciones in silico confirmaron el papel crítico de bencimidazol y aril-acetamidas para participar en interacciones con el sitio de unión de una enzima.

Teniendo en cuenta que la DM2 es un problema de salud pública hoy en día, la inhibición de la α-glucosidasa se considera un enfoque eficaz para combatir la DM2. Se demostró que el benzo[d]imidazol a base de quinolina que contenía diferentes acetamidas construía un nuevo núcleo que desempeñaba un papel importante en la inhibición de la α-glucosidasa. Sin embargo, para extraer mejor los SAR de este conjunto de compuestos, en el futuro proyecto se sintetizarán sustituyentes heteroarilo o alifáticos en la posición R. Además, la sustitución bioisostérica del benzo[d]imidazol por otros anillos heteroaromáticos aumentará nuestra comprensión del diseño de inhibidores de la α-glucosidasa más potentes.

Todos los reactivos se compraron de fuentes comerciales. Los espectros de RMN de 1H y 13C se determinaron mediante un espectrómetro Bruker FT-400 MHz en DMSO-d6. Todos los cambios químicos se informaron como valores (δ) ppm. Los espectros de MS se registraron utilizando un espectrómetro Agilent 7890A a 70 eV. El análisis CHNOS se realizó utilizando ECS4010 Costech Company. Los espectros IR se obtuvieron con un Nicolet, FR -IR Magna 550. También se registraron los puntos de fusión usando un aparato de etapa caliente Kofler.

A la N,N-dimetilformamida (70,0 mmol) en el matraz de fondo redondo, se le añadió gota a gota oxicloruro de fósforo (120,0 mmol) y la mezcla de reacción se agitó durante 1 h a 0-5 °C. A este matraz se añadió N-fenilacetamida (30,0 mmol) y se agitó durante 30 minutos más, seguido de reflujo durante 5 a 4 h en una atmósfera de N2. Una vez completada la reacción (monitorización por CCF), la mezcla se vertió en hielo triturado con agitación constante. El precipitado obtenido se filtró al vacío, se lavó con agua, se secó al aire y se recristalizó en EtOAc para dar el 2-cloroquinolin-3-carbaldehído.

La reacción se inició agitando la mezcla de 2-cloroquinolina-3-carbaldehído 2 (1 mmol) y sulfuro de sodio (1 mmol) durante 2 h a temperatura ambiente en DMF seco (50 ml). Luego, la mezcla de reacción se vertió en hielo triturado y se aciduló con ácido acético. El producto se separó por filtración, se lavó con agua y se secó para dar el 2-mercaptoquinolina-3-carbaldehído deseado que se purificó adicionalmente mediante recristalización en etanol.

Se disolvieron 2-mercaptoquinolina-3-carbaldehído (1 mmol) y o-fenilendiamina (1,2 mmol) en 2 ml de DMF. Con agitación a temperatura ambiente, se añade 1 mmol de metabisulfito de sodio y se deja reaccionar a 120 °C durante aproximadamente 4 h. Una vez completada la reacción, la mezcla se precipitó en agua con hielo, se filtró y se secó a temperatura ambiente.

A una solución de derivados de anilina (1 mmol) en DMF (4 ml), se añadió cloruro de cloroacetilo a 0 °C. La mezcla se agitó a temperatura ambiente durante 5 hy se vertió en agua y luego se filtró para obtener 8a-r. Luego los sólidos obtenidos se filtraron, se secaron y se recristalizaron en etanol.

Se agitó una mezcla de 3-(1H-benzo[d]imidazol-2-il)quinolin-2-tiol (1 mmol) y carbonato de potasio (1,5 mmol) en DMF a temperatura ambiente durante 15 a 20 minutos. Posteriormente, se añadió N-cloroacetil-anilina (1,2 mmol) a la mezcla de reacción anterior y se agitó durante 4 a 5 h más. Una vez completada la reacción, se añadió agua helada a la mezcla de reacción y se agitó durante 20 min. El sólido obtenido se filtró y se lavó con agua fría varias veces. El sólido bruto adquirido se purificó mediante recristalización en etanol.

Marrón sólido; Rendimiento: 93%; P.M. = 180–182 °C; IR (KBr, vmax) 3310 (NH), 3025 (C–H aromático), 2970 (CH2 alifático), 1675 (C=O) Cm−1; RMN 1H (400 MHz, DMSO-d6) δ 10,71 (s, 1H, NH), 9,07 (s, 1H, H3), 8,47 (s, 1H, H4), 8,19 (d, J = 8,00 Hz, 1H, H8 ), 8,10 (d, J = 8,60 Hz, 1H, H5), 7,86 (t, J = 8,40 Hz, 1H, H7), 7,81(d, J = 7,6 Hz, 2H, H2, H6), 7,65 (t, J = 8,00 Hz 1H, H4), 7,41 (t, J = 7,90 Hz, 2H, H3, H5), 7,16 (t, J = 7,40 Hz, 1H, H3) ppm. RMN 13C (100 MHz, DMSO-d6): δ 167,80, 157,98, 148,94, 147,10, 143,98, 139,79, 136,69, 135,03, 131,63, 129,24, 128,79, 127,65, 126. 76, 125,08, 123,74, 123,63, 123,20, 123,40, 119,78, 119,48, 112,01, 36,55 ppm; ESI-MS (C24H18N4OS): calculado m/z 410,15 [M + H]+, observado m/z 410,10 [M + H]+ Anal. Calc. Para C24H18N4OS C, 70,22; H, 4,42; norte, 13,65; Encontrado: C, 70,39; H, 4,60; norte, 13,76;

Marrón sólido; Rendimiento: 87%; P.M. = 183–185 °C; IR (KBr, vmax) 3325 (NH), 3060 (C-H aromático), 2950 (CH2 alifático), 1680 (C=O) Cm-1; RMN 1H (400 MHz, DMSO-d6) δ 13,15 (s, 1H), 10,21 (s, 1H), 8,79 (s, 1H), 8,03 (d, J = 7,9 Hz, 1H), 7,98 (d, J = 8,4 Hz, 1H), 7,96–7,88 (m, 1H), 7,82 (t, J = 8,2 Hz, 1H), 7,61 (t, J = 7,4 Hz, 1H), 7,35–7,21 (m, 4H), 7,15– 7,00 (m, 3H), 4,23 (s, 2H) ppm. RMN de 13C (100 MHz, DMSO-d6): δ 168,45, 157,90, 154,95, 152,52 (CF, 1JCF = 243 Hz), 148,91, 147,12, 136,82, 131,63, 128,77, 127,64, 126,90, 126,84, 126,78, 125,48, 125,40, 125,14, 124,86, 124,04, 123,22, 116,00, 115,81, 35,95 ppm; ESI-MS (C24H17FN4OS): m/z calculado 428,11 [M + H]+, m/z observado 428,20 [M + H]+, anal. Calc. para C24H17FN4OS: C, 67,27; H, 4,00; norte, 13,08; Encontrado: C, 67,45; H, 4,18; norte, 13,24;

Marrón sólido; Rendimiento: 89%; P.M. = 189–191 °C; IR (KBr, vmax) 3330 (NH), 3025 (C-H aromático), 2915 (CH2 alifático), 1640 (C=O) Cm-1; RMN 1H (400 MHz, DMSO-d6) δ 13,70 (s, 1H), 10,49 (s, 1H), 8,78 (s, 1H), 8,01 (d, J = 8,00 Hz, 1H), 7,92 (d, J = 8,30 Hz, 1H), 7,79 (t, J = 7,70 Hz, 1H), 7,73–7,56 (m, 5H), 7,33–7,26 (m, 2H), 7,15 (t, J = 8,8, 2H), 4,17 (s , 2H), ppm. RMN de 13C (100 MHz, DMSO-d6): δ159,57, 157,95 (CF, 1JCF = 238,1 Hz), 157,19, 148,96, 147,09, 136,68, 136,21, 131,63, 128,79, 127,3, 126,76, 125,08, 123,19, 121,25, 121,17 , 115,92, 115,70, 36,49 ppm; ESI-MS (C24H17FN4OS): m/z calculado 428,11 [M + H]+, m/z observado 428,30 [M + H]+, anal. Calc. para C25H18FN3OS: C, 70,24; H, 4,24; norte, 9,83; Encontrado: C, 70,41; H, 4,47; N, 9,99.

Marrón sólido; Rendimiento: 89%; MP = 190–192°; IR (KBr, vmax) 3310 (NH), 3015 (C–H aromático), 2880 (CH2 alifático), 1645 (C=O) Cm-1; RMN 1H (400 MHz, DMSO-d6) δ 13,6 (s, 1H), 10,65 (s, 1H), 8,79 (s, 1H), 8,01 (d, J = 8,10 Hz, 1H), 7,93–7,77 (m, 4H), 7,66–7,50 (m, 3H), 7,10 (d, J = 8,00 Hz, 1H), 4,18 (s, 3H) ppm. RMN 13C (100 MHz, DMSO-d6): δ 168,42, 167,60, 166,09, 162,75, 157,90, 150,04, 149,10, 147,06, 143,03, 141,29, 136,63, 136,21, 133. 61, 131,56, 130,39, 128,76, 127,59, 126,73, 125,12, 123,23, 123,24, 123,02, 118,97, 117,86, 31,22 ppm; ESI-MS (C24H17ClN4OS): calculado m/z 444,08, [M + H]+, observado m/z 444,20, [M + H]+; Anal. Calc. C24H17ClN4OS, C, 64,79; H, 3,85; norte, 12,59; Encontrado: C, 64,95; H, 4,02; N, 12,77.

Marrón sólido; Rendimiento: 90%; MP = 185–187 °C IR (KBr, vmax) 3275 (NH), 3030 (C–H aromático), 2980 (CH2 alifático), 1680 (C=O) Cm−1; RMN 1H (400 MHz, DMSO-d6) δ 13,14 (s, 1H), 10,57 (s, 1H), 8,78 (s, 1H), 8,01 (d, J = 8,00 Hz, 1H), 7,89 (d, J = 8,40 Hz, 1H), 7,78 (t, J = 7,70 Hz, 2H), 7,68 (d, J = 8,50 Hz, 3H), 7,59 (t, J = 7,50 Hz, 1H), 7,37 (d, J = 8,50 Hz , 2H), 7,29 (d, J = 7,20 Hz, 2H) ppm. ESI-MS (C24H17ClN4OS): m/z calculado 444,08, [M + H]+, m/z observado 444,20, [M + H]+, RMN 13C (100 MHz, DMSO-d6): δ 168,06, 157,91, 148,93 , 147,07, 138,77, 136,66, 131,64, 129,16, 128,79, 127,59, 127,14, 126,78, 125,05, 123,15, 120,99, 36,58 ppm; Anal. Calc. para C24H17ClN4OS; C, 64,79; H, 3,85; norte, 12,59; Encontrado: C, 64,95; H, 3,99; N, 12,79.

Marrón sólido; Rendimiento: 93%; P.M. = 181–183 °C; IR (KBr, vmax) 3300(NH), 3030 (C–H aromático), 2965 (CH2 alifático), 1655 (C=O) Cm−1; RMN 1H (400 MHz, DMSO-d6) δ 13,14 (s, 1H), 10,43 (s, 1H), 8,77 (s, 1H), 8,01 (d, J = 7,90 Hz, 1H), 7,93 (d, J = 8,40 Hz, 1H), 7,80 (d, J = 5,50 Hz, 1H), 7,78 (d, J = 6,1 Hz, 1H), 7,67–7,56 (m, 3H), 7,35–7,24 (m, 4H), 7,04 ( t, J = 7,3 Hz, 1H) ppm. ESI–MS (C24H17BrN4OS): m/z calculado 490,03, [M + H]+, m/z observado 488,10, [M + H]+, RMN 13C (100 MHz, DMSO-d6): δ 168,25, 157,53, 149,29 , 147,09, 136,81, 136,69, 133,05, 131,53, 128,75, 128,52, 127,87, 126,91, 126,84, 125,93, 125,25, 123,60, 122,90, 116,69, 115,96, 35,84 ppm; Anal. Calc. para C24H17BrN4OS C, 58,90; H, 3,50; norte, 11,45; Encontrado: C, 59,11; H, 3,69; Norte, 11,75.

Marrón sólido; Rendimiento: 95%; MP = 185–187°; IR (KBr, vmax) 3340 (NH), 3025 (C–H aromático), 2870 (CH2 alifático), 1640 (C=O) Cm−1; RMN 1H (400 MHz, DMSO-d6) δ 13,15 (s, 1H), 10,58 (s, 1H), 8,01 (d, J = 7,90 Hz, 1H), 7,90 (d, J = 8,10 Hz, 1H), 7,78 (t, J = 7,70 Hz, 2H), 7,64 (d, J = 8,50 Hz, 3H), 7,60–7,56 (m, 1H), 7,49 (d, J = 8,50 Hz 2H), 7,35–7,25 (m,2H) ), 4,17 (s, 2H) ppm. ESI–MS (C24H17BrN4OS): calculado m/z 490,03, [M + H]+, observado m/z 488,10, [M + H]+, RMN 13C (100 MHz, DMSO-d6): δ 168,10, 157,91, 148,94 , 147,08, 143,98, 139,19, 136,66, 135,04, 132,07. 131,63, 128,78, 127,60, 126,77, 125,08, 123,76, 123,16, 122,41, 121,49, 121,40, 119,78, 115,18, 112,02, 36,62 ppm; Anal. Calc. para C24H17BrN4OS; C, 58,90; H, 3,50; norte, 11,45; Encontrado: C, 59,05; H, 3,70; N, 11,62.

Marrón sólido; Rendimiento: 86%; P.M. = 188–190 °C; IR (KBr, vmax) 3340 (NH), 3035 (C–H aromático), 2960 (CH2 alifático), 1675 (C=O) Cm−1; RMN 1H (400 MHz, DMSO-d6) δ 13,15 (s, 1H), 9,92 (s, 1H), 8,81 (s, 1H), 8,03 (d, J = 8,00 Hz, 1H), 7,97 (d, J = 8,40 Hz, 1H), 7,86 (d, J = 8,80 Hz, 1H), 7,81 (t, J = 7,30 Hz, 1H), 7,75–7,57 (m, 4H), 7,37 (d, J = 8,80 Hz, 1H) , 7,33–7,25 (m, 2H) 4,26 (s, 2H) ppm. ESI–MS (C24H17Cl2N4OS): calculado m/z 478,10, [M + H]+, observado m/z 444,20, [M + H]+, RMN 13C (100 MHz, DMSO-d6): δ 168,85, 157,60, 148,88 , 147,10, 136,88, 134,69, 131,65, 129,30, 129,25, 128,79, 128,08, 127,77, 126,91, 126,45, 126,23, 125,19, 123,24, 35,80 ppm ; Anal. Calc. para C24H16Cl2N4OSC, 60,13; H, 3,36; norte, 11,69; Encontrado: C, 60,24; H, 3,49; Norte, 11,85.

Sólido amarillo pálido; Rendimiento: 93%; P.M. = 180–182 °C; IR (KBr, vmax) 3320 (NH), 3020 (C–H aromático), 2965 (CH2 alifático), 1670 (C=O), 1555–1350 (NO2) Cm−1; RMN 1H (400 MHz, DMSO-d6) δ 13,60 (s, 1H), 11,80 (s, 1H), 8,79(s, 1H), 8,24 (d, J = 9,30 Hz, 1H), 8,01 (d, J = 7,70 Hz, 1H), 7,91 (d, J = 9,30, 2H), 7,86–7,74 (m, 3H), 7,63 (d, J = 7,70 Hz, 1H), 7,57 (t, J = 8,00 Hz, 1H), 7,35–7,25 (m, 2H), 4,21 (s, 2H) ppm. ESI–MS (C24H17N5O3S): calculado m/z 455,11, [M + H]+, observado m/z 455,20, [M + H]+, RMN 13C (100 MHz, DMSO-d6): δ 169,12, 157,79, 148,91 , 147,01, 145,99, 143,96, 142,54, 136,61, 135,04, 131,67, 128,80, 127,49, 126,81, 125,60, 125,08, 123,79, 123,04, 122,43, 119,79, 119,08, 112,02, 36,80 ppm; ESI–MS (C24H17N5O3S C): m/z calculado 455,11 [M + H]+, m/z observado 455,20 [M + H]+; Anal. Calc. para C24H17N5O3S C, 63,29; H, 3,76; norte, 15,38; norte, 7,31; Encontrado: C, 63,49; H, 3,96; Norte, 15,55.

Marrón sólido; Rendimiento: 86%; P.M. = 179–181 °C; IR (KBr, vmax) 3360 (NH), 3070 (C–H aromático), 2980 (CH2 alifático), 1680 (C=O) Cm−1; RMN 1H (400 MHz, DMSO-d6) δ 13,15 (s, 1H), 10,34 (s, 1H), 8,77 (s, 1H), 8,01 (d, J = 6,60 Hz, 1H), 7,93 (d, J = 7,10 Hz, 1H), 7,80 (d, J = 7,40 Hz, 2H), 7,66–7,46 (m, 4H), 7,30 (t, J = 9,50 Hz, 2H), 7,10 (d, J = 8,10 Hz, 2H) , 4,15 (s, 2H), 2,20 (s, 3H), ppm. RMN 13C (100 MHz, DMSO-d6): δ 167,54, 158,01, 148,96, 147,11, 137,30, 136,70, 132,52, 131,61, 129,60, 128,77, 127,66, 126,74, 125. 08, 123,23, 119,77, 119,51, 112,02, 36,54, 20,91 ppm ; Anal. Calc. para C26H21N3OS: C, 73,73; H, 5,00; norte, 9,92; Encontrado: C, 73,92; H, 5,19; N, 10.11.

Crema sólida; Rendimiento: 91%; P.M. = 181–183 °C; IR (KBr, vmax) 3345 (NH), 3040 (C-H aromático), 2900 (CH-alifático), 1670 (C=O) Cm-1; RMN 1H (400 MHz, DMSO-d6) δ 13,15 (s, 1H), 10,34 (s, 1H), 8,77 (s, 1H), 8,01 (d, J = 7,30 Hz, 1H), 7,93 (d, J = 7,70 Hz, 1H), 7,79 (t, J = 7,70 Hz, 2H), 7,63–7,48 (m, 4H), 7,29 (s, 2H), 7,10 (d, J = 8,20 Hz, 2H), 4,16 (s, 2H), 2,23 (s, 3H) ppm. ESI–MS (C26H21N3OS): calculado m/z 424,14, [M + H]+, observado m/z 424,10, [M + H]+ RMN 13C (100 MHz, DMSO-d6): δ 162,6, 160,2, 147,4, 141,2, 140,1, 136,5, 133,7, 132,2, 131,0, 129,4, 128,4, 128,3, 126,2, 126,0, 124,0, 120,9, 28,1, 16,1 ppm; Anal. Calc. para C26H21N3OS C, 73,73; H, 5,00; norte, 9,92; Encontrado: C, 73,82; H, 5,14; N, 9,99.

Crema sólida; Rendimiento: 93%; P.M. = 191–193 °C; IR (KBr, vmax) 3340 (NH), 3030 (C-H aromático), 2910 (CH-alifático), 1680 (C=O) Cm-1; RMN 1H (DMSO-d6 a 400 MHz) δ 13,14 (s, 1H), 10,27 (s, 1H), 8,77 (s, 1H), 8,02 (d, J = 7,70 Hz, 1H), 7,95 (d, J = 8,40 Hz, 1H), 7,80 (t, J = 8,30 Hz, 1H), 7,59 (t, J = 7,90 Hz, 1H), 7,54 (d, J = 9,00 Hz, 2H), 7,34–7,25 (m, 2H), 6,88 (d, J = 9,10 Hz, 1H), 4,15 (s, 2H), 3,71 (s, 3H) ppm. RMN 13C (100 MHz, DMSO-d6): δ 167,23, 158,02, 155,60, 148,96, 147,12, 136,71, 132,94, 131,62, 128,78, 127,68, 126,75, 125,08, 123. 24, 121,03, 114,33, 55,58, 36,43 ppm; ESI–MS (C25H20N4O2S): calculado m/z 424,14 [M + H]+, observado m/z 424,10 [M + H]+; Anal. Calc. para C25H20N4O2S; C, 68,16; H, 4,58; norte, 12,72; Encontrado C, 68,35; H, 4,76; N, 12,90.

Sólido marrón;Rendimiento:93%;PF = 178–180 °C; IR (KBr, vmax) 3300 (NH), 3020 (C-H aromático), 2975 (CH2 alifático), 1670 (C=O) Cm-1; RMN 1H (400 MHz, DMSO-d6) δ 13,12 (s, 1H), 10,34 (s, 1H), 8,78 (s, 1H), 8,01 (d, J = 8,00 Hz, 1H), 7,95 (d, J = 8,40 Hz, 1H), 7,79 (t, J = 7,30 Hz, 1H), 7,75–7,65 (m, 2H), 7,58 (t, J = 7,60 Hz, 1H), 7,54 (d, J = 8,40 Hz, 2H) , 7,30 (d, J = 6,10 Hz, 2H), 7,13 (d, J = 8,30 Hz, 2H), 4,17 (s, 2H), 2,53 (d, J = 7,70 Hz, 2H), 1,14 (t, J = 7,30 Hz, 3H) ppm. ESI–MS (C26H22N4OS): m/z calculado 438,55, [M + H]+, m/z observado 438,10, [M + H]+, RMN 13C (100 MHz, DMSO-d6): δ 167,55, 158,00, 148,97 , 147,11, 139,01, 137,47, 136,70, 131,61, 128,78, 128,41, 127,68, 126,75, 125,08, 123,24, 119,61, 36,52, 28,06, 16,18, 16 0,12 ppm; Anal. Calc. para C26H22N4OS; C, 71,21; H, 5,06; norte, 12,78; Encontrado: C, 71,39; H, 5,26; N, 12,97.

Marrón sólido; Rendimiento: 93%; PF = 185–187 °C IR; (KBr, vmax) 3300 (NH), 3020 (C–H aromático), 2975 (CH2 alifático) 1675 (C=O) Cm−1; RMN 1H (400 MHz, DMSO-d6) δ 13,6 (s, 1H), 9,76 (s, 1H), 8,79 (s, 1H), 8,03 (d, J = 8,90 Hz, 1H), 8,01 (d, J = 7,90 Hz, 1H), 7,83 (t, J = 8,30 Hz, 1H), 7,61 (t, J = 7,90 Hz, 1H), 7,30 (d, J = 6,60, 2H), 7,15 (d, J = 7,50 Hz, 1H), 7,06–6,92 (m, 4H), 4,22 (s, 1H), 2,20 (s, 3H), 2,02 (s, 3H), ppm. RMN 13C (100 MHz, DMSO-d6): δ 167,73, 157,98, 149,00, 147,19, 137,38, 136,87, 136,66, 131,60, 131,57, 128,81, 127,77, 127,33, 126. 77, 125,62, 125,15, 123,78, 123,39, 35,74, 20,59, 14,47 ppm; ESI–MS (C26H22N4OS): calculado m/z 438,15 [M + H]+, observado m/z 438,10 [M + H]+; Anal. Calc. para C26H22N4OS C, 71,21; H, 5,06; norte, 12,78; Encontrado C, 71,39; H, 5,26; N, 12,91.

Marrón sólido; Rendimiento: 93%; P.M. = 185–187 °C; IR (KBr, vmax) 3325 (NH), 3045 (C-H aromático), 2980 (CH2 alifático) 1665 (C=O) Cm-1; RMN 1H (400 MHz, DMSO-d6) δ 13,11 (s, 1H), 9,57 (s, 1H), 8,77 (s, 1H), 8,03 (t, J = 8,40 Hz, 2H), 7,84 (t, J = 7,70 Hz, 1H), 7,62 (t, J = 7,20 Hz, 2H), 7,35–7,25 (m, 2H), 7,07–6,98 (m, 4H), 4,24 (s, 1H), 2,05 (s, 6H) ppm . ESI–MS (C26H22N4OS): calculado m/z 438,15 [M + H]+, observado m/z 438,10 [M + H]+; RMN 13C (100 MHz, DMSO-d6): δ 162,6, 161,6, 147,4, 140,9, 139,5, 133,7, 132,7, 132,3, 131,0, 129,4, 128,9, 128,3, 127,9, 127,5, 12 6,3, 126,0, 123,3, 43,3 ppm; Anal. Calc. para C26H22N4OS C, 71,21; H, 5,06; norte, 12,78; Encontrado C, 71,39; H, 5,26; N, 12,91.

Crema sólida; Rendimiento: 91%; P.M. = 182–184°C; IR (KBr, vmax) 3340 (NH), 3030 (C-H aromático), 2900 (CH-alifático), 1670 (C=O) Cm-1; RMN 1H (400 MHz, DMSO-d6) δ 13,16 (s, 1H), 10,33 (s, 1H), 8,80 (s, 1H), 8,10 (d, J = 8,30 Hz, 1H), 8,05 (d, J = 7,90 Hz, 2H), 7,92 (d, J = 7,8 Hz, 1H), 7,86–7,80 (m, 1H), 7,79–7,66 (m, 3H), 7,63 (d, J = 7,70 Hz, 2H), 7,53– 7,44 (m, 2H), 7,37 (t, J = 7,60 Hz, 1H), 7,34–7,24 (m, 2H), 4,36 (s, 2H), ppm. ESI–MS (C28H20N4OS): m/z calculado 460,14 [M + H]+, m/z observado 460,10 [M + H]+; RMN 13C (100 MHz, DMSO-d6): δ 168,50, 149,01, 147,21, 136,87, 134,23, 134,13, 131,61, 128,84, 128,54, 128,40, 127,79, 126,80, 126. 46, 126,10, 126,06, 125,83, 125,18, 123,40, 122,18, 35,94 ppm; Anal. Calc. para C28H20N4OS; C, 73,02; H, 4,38; N, 12,17; Encontrado: C, 73,32; H, 4,55; norte, 12.34.

Marrón sólido; Rendimiento: 94%; P.M. = 183–185 °C; IR (KBr, vmax) 3310(NH), 3045(CH aromático), 2975 (CH2 alifático) 1655 (C=O) Cm-1; RMN 1H (400 MHz, DMSO-d6) δ 13,11 (s, 1H), 8,76 (s, 1H), 8,71 (t, J = 6,00 Hz, 1H), 8,03 (d, J = 8,00 Hz, 1H), 7,90 (d, J = 8,5 Hz, 1H), 7,81 (t, J = 7,70 Hz 1H), 7,62 (t, J = 7,60 Hz, 2H), 7,34–7,25 (m, 2H), 7,21–7,13 (m, 6H ), 4,31 (d, J = 6,00 Hz, 2H), 4,06 (s,1H) ppm. ESI–MS (C26H22N4OS): m/z calculado 424,14 [M + H]+, m/z observado 424,10 [M + H]+; RMN 13C (100 MHz, DMSO-d6): δ 168,67, 157,83, 149,00, 147,15, 139,83, 136,79, 131,51, 128,73, 128,55, 127,90, 127,45, 127,05, 126. 73, 125,10, 123,39, 42,83, 35,17 ppm; Anal. Calc. para C25H20N4OS: C, 70,73; H, 4,75; norte, 13,20; Encontrado: C, 70,92; H, 4,90; N, 13,38.

Sólido marrón; Rendimiento: 89%; P.M. = 186–188 °C; IR (KBr, vmax) 3350 (NH), 3060 (C-H aromático), 2975 (CH2 alifático), 1670 (C=O) cm-1; RMN 1H (400 MHz, DMSO-d6) δ 8,74 (d, J = 14,20 Hz, 2H), 8,01 (d, J = 8,00 Hz, 1H), 7,90–7,75 (m, 2H), 7,70 (s, 2H) , 7,60 (s, 1H), 7,39–7,17 (m, 4H), 6,95 (t, J = 8,9, 2H), 4,29 (s, 2H), 4,04 (s, 2H), ppm. ESI-MS (C25H19FN4OS): m/z calculado 442,14 [M + H]+, m/z observado 442,10 [M + H]+; RMN 13C (100 MHz, DMSO-d6): δ 168,75, 162,67, 160,27 (CF, 1JCF = 248,00 Hz), 157,81, 149,10, 147,10, 136,74, 136,04, 131,43, 129,49, 129. 41, 128,71, 127,84, 126,71, 125,10, 123,45, 122,98, 115,30, 115,10, 42,20, 35,21 ppm; Anal. Calc. para C25H19FN4OS: C, 67,86; H, 4,33; norte, 12,66; Encontrado: C, 68,04; H, 4,52; N, 12,81.

Las actividades inhibidoras de la α-glucosidasa de todos los derivados sintetizados se analizaron de acuerdo con el procedimiento informado anteriormente9,36.

Se investigó el modo de inhibición del compuesto más activo (9c), identificado con la IC50 más baja, frente a la α-glucosidasa en diferentes concentraciones de p-nitrofenil α-d-glucopiranósido (4–16 mM) como sustrato en ausencia y presencia de 9c en diferentes concentraciones (0, 0,8, 1,6 y 3,2 µM). Se generó un gráfico de Lineweaver-Burk para identificar el tipo de inhibición y el valor de la constante de Michaelis-Menten (Km) se determinó a partir del gráfico entre el recíproco de la concentración del sustrato (1/[S]) y el recíproco de la tasa de enzima (1/V ) sobre varias concentraciones de inhibidor. El valor de la constante experimental del inhibidor (Ki) se construyó mediante gráficos secundarios de la concentración del inhibidor [I] frente a Km6.

Para realizar las investigaciones de modelado molecular se utilizó la plataforma Maestro Molecular Modeling (versión 10.5) de Schrödinger, LLC. La estructura cristalina de rayos X del receptor se descargó de la base de datos PDB (PDB ID: 5NN8). Luego, la proteína se prepara utilizando un asistente de preparación de proteínas. En este punto, se eliminaron todas las moléculas de agua y los ligandos cocristalizados, se rellenaron las cadenas laterales y los bucles faltantes utilizando la herramienta principal y PROPKA asignó enlaces H a pH 7,4. Para preparar los ligandos, las estructuras 2D de los ligandos se dibujaron en ChemDraw (ver. 16) y se convirtieron en archivos SDF, que fueron utilizados posteriormente por el módulo ligprep. Los ligandos se prepararon mediante el campo de fuerza OPLS_2005 utilizando EPIK a un pH objetivo de 7,0 ± 2. El cuadro de cuadrícula se generó para cada sitio de unión utilizando entradas con un tamaño de cuadro de 25 Å, todos los derivados se acoplaron en los sitios de unión mediante acoplamiento de ajuste inducido. reportando 10 posturas por ligando para formar el complejo final9,37.

Todos los datos generados o analizados durante este estudio se incluyen en este artículo publicado y sus archivos de información complementaria.

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Los autores desean agradecer el apoyo financiero del Instituto Nacional para el Desarrollo de la Investigación Médica (NIMAD) (Número de subvención: 4000379) y el Consejo de Investigación de la Universidad de Ciencias Médicas y Servicios de Salud de Teherán (Número de subvención: 1400-2-411-53423), Teherán, Irán.

Centro de Investigación de Endocrinología y Metabolismo, Instituto de Ciencias Clínicas de Endocrinología y Metabolismo, Universidad de Ciencias Médicas de Teherán, Teherán, Irán

Milad Noori, Navid Dastyafteh, Minoo Khalili, Bagher Larijani y Mohammad Mahdavi

Departamento de Química Medicinal, Facultad de Farmacia, Universidad de Ciencias Médicas de Teherán, Teherán, Irán

Ali Davoodi, Mehdi Asadi y Massoud Amanlou

Centro de Investigación de Tecnología de Células Madre, Universidad de Ciencias Médicas de Shiraz, Shiraz, Irán

Aida Iraji y Mehdi Dianatpour

Laboratorio Central de Investigación, Universidad de Ciencias Médicas de Shiraz, Shiraz, Irán

Aida Iraji

Centro de Investigación de Biología Celular y Molecular, Instituto de Investigación en Salud, Universidad de Ciencias Médicas de Babol, Babol, Irán

Maryam Mohammadi Khanaposhtani

Departamento de Biotecnología Farmacéutica, Facultad de Farmacia y Centro de Investigación en Biotecnología, Universidad de Ciencias Médicas de Teherán, Teherán, Irán

Somayeh Mojtabavi y Mohammad Ali Faramarzi

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Compuestos sintetizados por MN. Compuestos sintetizados por AD. AI realizó un estudio de acoplamiento y contribuyó a la preparación del manuscrito. MA realizó análisis químicos. ND y MA contribuyeron al diseño y caracterización de compuestos. MK realizó el ensayo biológico. Compuestos sintetizados por MMK. SM contribuyó al diseño y caracterización de compuestos. MD supervisó las pruebas biológicas. MAF supervisó las pruebas biológicas. BL contribuyó al diseño y caracterización de compuestos. MA supervisó todas las fases del estudio. MM supervisó todas las fases del estudio. Todos los autores revisaron el manuscrito.

Correspondencia a Massoud Amanlou o Mohammad Mahdavi.

Los autores declaran no tener conflictos de intereses.

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Noori, M., Davoodi, A., Iraji, A. et al. Diseño, síntesis y estudios in silico de benzo[d]imidazol a base de quinolina con diferentes derivados de acetamida como potentes inhibidores de la α-glucosidasa. Informe científico 12, 14019 (2022). https://doi.org/10.1038/s41598-022-18455-7

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Recibido: 07 de febrero de 2022

Aceptado: 11 de agosto de 2022

Publicado: 18 de agosto de 2022

DOI: https://doi.org/10.1038/s41598-022-18455-7

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