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Jun 11, 2023

Dinámico 18F

Nature Communications volumen 13, Número de artículo: 7974 (2022) Cita este artículo 3469 Accesos 5 Citas 356 Detalles de Altmetric Metrics La pretomanida es un antimicrobiano de nitroimidazol activo contra

Nature Communications volumen 13, número de artículo: 7974 (2022) Citar este artículo

3469 Accesos

5 citas

356 altmétrico

Detalles de métricas

La pretomanida es un antimicrobiano de nitroimidazol activo contra Mycobacterium tuberculosis resistente a los medicamentos y aprobado en combinación con bedaquilina y linezolid (BPaL) para tratar la tuberculosis pulmonar (TB) multirresistente (MDR). Sin embargo, la penetración de estos antibióticos en el sistema nervioso central (SNC) y la eficacia del régimen BPaL para la meningitis tuberculosa no están bien establecidas. Es importante destacar que faltan tratamientos eficaces para la meningitis tuberculosa debida a cepas MDR, lo que provoca una alta mortalidad. Hemos desarrollado nuevos métodos para sintetizar 18F-pretomanid (químicamente idéntico al antibiótico) y hemos realizado imágenes de tomografía por emisión de positrones (PET) entre especies para medir de forma no invasiva los perfiles de concentración-tiempo de pretomanid. La PET dinámica en modelos de meningitis tuberculosa en ratones y conejos demuestra una excelente penetración del pretomanido en el SNC, pero los niveles de líquido cefalorraquídeo (LCR) no se correlacionan con los del parénquima cerebral. La actividad bactericida del régimen BPaL en el modelo murino de meningitis tuberculosa es sustancialmente inferior al régimen estándar para la tuberculosis, probablemente debido a la penetración restringida de bedaquilina y linezolid en el parénquima cerebral. Finalmente, la primera PET dinámica con 18F-pretomanid en humanos en seis voluntarios sanos demuestra una excelente penetración de pretomanid en el SNC, con niveles significativamente más altos en el parénquima cerebral que en el LCR. Estos datos tienen implicaciones importantes para el desarrollo de nuevos tratamientos con antibióticos para la meningitis tuberculosa.

La tuberculosis (TB) sigue siendo una de las principales causas de muerte por un solo agente infeccioso1 y la meningitis tuberculosa es la forma extrapulmonar más devastadora, especialmente en los jóvenes y los inmunocomprometidos2,3,4. La tuberculosis multirresistente (MDR), causada por Mycobacterium tuberculosis resistente a los antibióticos de primera línea (es decir, isoniazida y rifampicina), está en aumento. La meningitis tuberculosa debida a cepas MDR se asocia con una alta mortalidad5,6,7, y la resistencia a los medicamentos es un predictor independiente de muerte8. En un estudio de cohorte retrospectivo reciente entre 237 pacientes con meningitis tuberculosa, la mortalidad fue significativamente mayor entre los pacientes con enfermedad resistente a los medicamentos (67%) que entre los pacientes con enfermedad sensible a los medicamentos (24%, P <0,001)9. Además, la mortalidad fue significativamente mayor (índice de riesgos instantáneos ajustado de 7,2) en pacientes con meningitis tuberculosa resistente a los medicamentos después de 90 días de iniciado el tratamiento (P <0,001). Por lo tanto, se necesitan urgentemente nuevos medicamentos y tratamientos más eficaces contra la tuberculosis MDR para combatir esta amenaza a la salud pública. La pretomanida (anteriormente PA-824) es una pequeña molécula perteneciente a la clase de agentes antimicrobianos nitroimidazol, aprobada por la Administración de Medicamentos y Alimentos de EE. UU. (FDA) en 2019 para el tratamiento de la tuberculosis MDR pulmonar, en combinación con bedaquilina y linezolid (BPaL). - bedaquilina, pretomanid, linezolid)10. La pretomanida es activa contra M. tuberculosis tanto replicante como no replicante, lo que contribuye a su excelente actividad bactericida11,12,13,14.

Con pocas excepciones, las recomendaciones actuales de dosificación de antibióticos se basan en las concentraciones plasmáticas, sin información sobre las concentraciones del fármaco en el sitio de la infección. Dado que los niveles inadecuados de antibióticos en los tejidos diana pueden provocar la selección de organismos resistentes, toxicidad o lesión de órganos y, en última instancia, fracaso del tratamiento, un número creciente de estudios y la FDA de EE. UU. apoyan cada vez más la medición de las concentraciones de antibióticos en tejidos infectados15. Por lo tanto, hemos desarrollado tecnologías clínicamente traducibles basadas en tomografía por emisión de positrones (PET) para mediciones in situ multicompartimentales, no invasivas, simultáneas e imparciales de curvas de concentración-tiempo de antibióticos en animales y humanos16,17,18. En este estudio, informamos el desarrollo de 18F-pretomanida como una herramienta de imágenes moleculares para evaluar de forma no invasiva la biodistribución de fármacos en todo el cuerpo (Fig. 1) utilizando estudios detallados en animales en modelos de meningitis tuberculosa en ratones y conejos17,19,20. En resumen, los animales infectados se someten a PET/tomografía computarizada (CT) dinámica con 18F-pretomanid para obtener curvas de tiempo-actividad (TAC) y áreas bajo la curva (AUC) cuantificando la señal de PET en volúmenes de interés (VOI). También se realizan autorradiografía e histología post mortem en todos los modelos animales. Dado el potencial desconocido de los regímenes que contienen pretomanid para la meningitis tuberculosa, el régimen de bedaquilina (B), pretomanid (P) y linezolid (L) se prueba en un modelo murino de meningitis tuberculosa20. Se emplean espectrometría de masas y técnicas tradicionales de microbiología para evaluar los niveles intraparenquimatosos del fármaco y la eficacia bactericida (carga bacteriana cuantificada con unidades formadoras de colonias [UFC]) longitudinalmente. La radiosíntesis de 18F-pretomanid según las buenas prácticas de fabricación (cGMP) actuales facilita la traducción en humanos, y los primeros estudios PET dinámicos de 18F-pretomanid en humanos se realizan de acuerdo con las pautas de la FDA de EE. UU.

Se utilizaron modelos de meningitis tuberculosa en ratones y conejos para la validación del radiotrazador, la caracterización farmacocinética y las pruebas del régimen que contiene pretomanid. La síntesis de 18F-Pretomanid se optimizó para su traducción clínica bajo cGMP y se realizó la primera imagen PET en humanos. Se administró 18F-Pretomanid por vía intravenosa. Después de la obtención de imágenes dinámicas de PET/CT, se extrajeron varios volúmenes de interés (VOI) para obtener curvas de tiempo-actividad (TAC) derivadas de PET. Se utilizaron TAC para calcular el área bajo la curva (AUC) y las proporciones AUC tejido/plasma.

La 18F-Pretomanid se obtuvo mediante intercambio de halógeno con 18F-fluoración (Fig. 2) de un precursor de aril-bromodifluorometoxilo, que se obtuvo a partir de una ruta sintética de cinco pasos (Figs. S1-2). El enfoque radiosintético empleó un desplazamiento nucleofílico catalizado por plata, siguiendo un protocolo adaptado por Khotavivattana et al.21. Obtuvimos un rendimiento radioquímico (RCY) de 5 ± 2% (sin desintegración corregida [ndc]), desde el inicio del fluoruro de 18F hasta la pretomanida de 18F formulada, y descubrimos que reducir la cantidad de precursor o cambiar el solvente tenía un efecto perjudicial. en el RCY. El análisis por cromatografía líquida de alta resolución (HPLC) del producto aislado reveló una pureza radioquímica >98%. Si bien este método permitió la radiosíntesis de 18F-pretomanida para estudios con animales, el uso de dicloroetano impidió su traducción clínica. Por lo tanto, probamos solventes de reacción alternativos para traducir la síntesis de 18F-pretomanida en condiciones de cGMP que desafortunadamente redujeron significativamente el RCY. Sin embargo, la síntesis automatizada de cGMP de 18F-pretomanida tuvo éxito bajo irradiación con microondas a 100 vatios durante 10 minutos (alcanzando 120 °C) en dimetilformamida en ausencia de sales de plata, a pesar de informes anteriores de que la activación térmica sin catalizador no había tenido éxito para la preparación. de compuestos de aril-OCF3 marcados con 18F. En estas condiciones, se obtuvo 18F-pretomanida con un rendimiento de ndc de 5,7 ± 0,3 % y una actividad específica de 68 ± 2 GBq/μmol. El análisis por HPLC mostró una pureza radioquímica ≥95% y un único pico correspondiente al pretomanido de referencia 19F en el cromatograma UV (Fig. S3).

La pretomanida 18F se obtuvo mediante fluoración con 18F de un precursor de arilbromodifluorometoxilo. La síntesis manual se realizó para estudios de imágenes preclínicos y se optimizó para cumplir con cGMP y permitir la traducción clínica.

In vitro, la pretomanida 18F libre permaneció estable (>90%) en suero de ratón, conejo y humano a 37 °C durante tres horas. No se observó defluoración. Se sabe que la pretomanida se une altamente a las proteínas (~86%) en el plasma humano22. Cuando se incubó con suero de ratón, conejo y humano a 37 °C, el nivel de unión a proteínas de 18F-pretomanid fue del 75 al 77 % en humanos sanos, del 78 al 80 % en conejos sanos y del 80 al 83 % en infectados por M. tuberculosis. conejo, 75–80% en ratones sanos y 74–78% en sueros de ratones infectados con M. tuberculosis (Tabla S1). En general, el pretomanido 18F tuvo una unión a proteínas similar (74–83%) al pretomanido no marcado, y no se encontraron diferencias significativas entre especies a lo largo del tiempo. El LogD7.4 experimental de 18F-Pretomanid, que representa su coeficiente de distribución a pH fisiológico, fue de 1,9 ± 0,1, lo que representa solo una disminución de 0,4 Log en comparación con el pretomanid no marcado23. Por lo tanto, se espera que los pretomanidos marcados y no marcados con 18F tengan una partición tisular similar. La biodistribución de 18F-pretomanida en todo el cuerpo se midió en ratones con tuberculosis pulmonar inducida experimentalmente mediante PET/CT y recuento gamma (Fig. S4). Tras la inyección intravenosa, la pretomanida 18F se distribuyó rápidamente a todos los órganos principales, lo que también se confirmó mediante la cuantificación de la biodistribución post mortem mediante recuento gamma (Fig. S4a, b). La actividad en el hueso fue baja y no aumentó sustancialmente con el tiempo, lo que indica que la desfluoración no ocurrió in vivo (Fig. S4c). Al igual que el fármaco original, la 18F-pretomanida se excretó tanto renal como hepatobiliar (Fig. S4d). Se observó una baja captación en el músculo y una alta captación en el tejido adiposo marrón (BAT), que desapareció en cuestión de horas (Fig. S4e). La distribución espacial con autorradiografía ex vivo en el modelo murino de tuberculosis pulmonar mostró una captación reducida de 18F-pretomanid en lesiones pulmonares en comparación con el pulmón no afectado (Fig. S4f). La biodistribución de 18F-pretomanid en la parte superior del cuerpo también se midió en conejos y mostró hallazgos similares a los de los ratones (Fig. S5).

Nuestros estudios iniciales que caracterizan la biodistribución corporal total de 18F-pretomanid en modelos murinos de tuberculosis pulmonar revelaron que la penetración en el parénquima cerebral era alta, con una mediana del cociente AUC (cerebro/plasma) de 1,73 (RIC, 1,41-2,04), incluso en cerebros sanos. Esto impulsó una investigación detallada de la penetración de 18F-pretomanid en cerebros infectados en dos modelos de meningitis tuberculosa en mamíferos que también mostraron una excelente penetración cerebral de 18F-pretomanid [proporciones AUC (cerebro/plasma) >1]. Sin embargo, la PET/TC 3D in vivo y la autorradiografía ex vivo 2D en el modelo murino de meningitis tuberculosa mostraron una captación reducida de 18F-pretomanid con defectos de llenado en el centro de la lesión cerebral (visibles en animales vivos con PET/CT con 18F-FDG y histopatología ex vivo, respectivamente) (Fig. 3a, b). La relación AUC (cerebro/plasma) fue de 1,35 (mediana; IQR, 0,81–1,52) en las lesiones cerebrales y de 1,56 (mediana; IQR, 1,22–1,69) en las regiones del cerebro no afectadas (Fig. 3c, d). Se observaron hallazgos similares en un modelo de meningitis tuberculosa en conejos (Fig. 3e-h), con una mediana del índice AUC (cerebro/plasma) de 1,87 (RIC, 1,66–4,63) en lesiones cerebrales y de 2,75 (RIC, 1,64–5,73) en lesiones cerebrales. el cerebro no afectado.

a – d Ratones, n = 8. a PET/TC coronal con 18F-pretomanid y 18F-FDG que muestra la lesión cerebral y el cerebro no afectado. b Histopatología y autorradiografía con 18F-pretomanid del mismo cerebro de ratón que muestra lesiones cerebrales (línea de puntos blanca) y cerebro no afectado (línea de puntos negra). c Curvas de tiempo-actividad (TAC) de 0 a 60 min para plasma, lesiones cerebrales y cerebro no afectado. d Proporciones de área bajo la curva (AUC) (tejido/plasma) en cerebro no afectado [n = 15 volumen de intereses (VOI)] y lesión cerebral (n = 15 VOI) (P = 0,055). Cada punto representa un VOI. e–h Conejos, n = 4. e PET/TC coronal con 18F-pretomanid y 18F-FDG en el mismo conejo. f Histopatología y autorradiografía con 18F-pretomanid del mismo cerebro de conejo que muestra lesiones cerebrales (línea de puntos blanca) y cerebro no afectado (línea de puntos negra). g TAC de 0 a 60 min para plasma, cerebro no afectado y lesiones cerebrales. h Relación AUC (tejido/plasma) que compara el cerebro no afectado (n = 7 VOI) y las lesiones cerebrales (n = 7 VOI). Cada punto representa un VOI. Los estudios PET se basan en microdosis (ng-μg) administradas por vía intravenosa. Los datos se representan como mediana ± IQR. Las comparaciones estadísticas se realizaron mediante una prueba de Mann-Whitney-Wilcoxon de dos colas. Los datos de origen se proporcionan como un archivo de datos de origen.

Medimos la eficacia del régimen BPaL que contiene pretomanida, actualmente el único régimen aprobado por la FDA de EE. UU. para la tuberculosis MDR, en el modelo murino de meningitis tuberculosa y lo comparamos con el tratamiento estándar de primera línea para la tuberculosis (rifampicina en dosis estándar, isoniazida y pirazinamida – HR10Z) (Fig. 4a). Se administró dexametasona adyuvante con ambos regímenes según las pautas actuales de tratamiento de la meningitis tuberculosa2,24. Si bien ambos regímenes disminuyeron la carga bacteriana en comparación con los ratones no tratados, la actividad bactericida del régimen BPaL fue sustancialmente inferior al régimen estándar para la tuberculosis (P <0,001) (Fig. 4b-d y Tabla S2).

a Después de dos semanas de incubación de la infección (semana 0), los ratones se asignaron aleatoriamente a grupos de tratamiento; régimen estándar para la tuberculosis (rifampicina [R], isoniazida [H] y pirazinamida [Z]) y un nuevo régimen (BPaL; bedaquilina [B], pretomanida [P] y linezolid [L]). Rifampicina (10 mg/kg/día), isoniazida (10 mg/kg/día), pirazinamida (150 mg/kg/día), pretomanida (50 mg/kg/día dividida dos veces al día), bedaquilina (25 mg/kg/día). día) y linezolid (100 mg/kg/día divididos dos veces al día) se administraron mediante sonda oral. Se utilizó una dosis en ratones para igualar la dosis equipotente estándar en humanos: rifampicina (10 mg/kg/día), isoniazida (10 mg/kg/día), pirazinamida (25 mg/kg/día), pretomanida (200 mg/día), bedaquilina (dosis oral estándar) y linezolid (1200 mg/día). Todos los regímenes recibieron dexametasona complementaria mediante inyección intraperitoneal. Cuatro ratones permanecieron sin tratamiento durante dos semanas. b Carga bacteriana durante la duración del tratamiento y (c) después de dos (P = 0,001) y (d) seis semanas (P <0,001) de tratamiento (número de animales a las dos semanas, n = 4/no tratado, 5/régimen estándar para la tuberculosis, y 10/BPaL; a las seis semanas n = 10/cada grupo). e Proporciones de AUC de 18F-Pretomanid (cerebro/plasma) en ratones con meningitis tuberculosa (P = 0,294). Los estudios PET se basan en microdosis (ng-μg) administradas por vía intravenosa. Relaciones de concentración de cerebro/plasma (punto morado) o LCR/plasma (punto negro) derivadas de espectrometría de masas para (f) bedaquilina [y metabolito M2 (punto abierto)] (P = 0,002), (g) linezolid (P = 0,002) y (h) pretomanid (P = 0,002) (n = 6/grupo) en ratones con meningitis tuberculosa, después de una dosis única y medida en Tmax. Los datos de las UFC se representan como media ± DE en una escala logarítmica. Los datos de PET y espectrometría de masas se representan como mediana ± IQR. Las comparaciones estadísticas se realizaron mediante la prueba de Mann-Whitney-Wilcoxon de dos colas o un ANOVA de dos vías seguido de la prueba de Bonferroni. Los datos de origen se proporcionan como un archivo de datos de origen.

En estudios anteriores18,25, hemos informado que las proporciones de AUC (cerebro/plasma) de 76Br-bedaquilina y 18F-linezolid (ambas químicamente idénticas a los fármacos originales) en tejidos cerebrales no infectados fueron de 0,15 y 0,34 respectivamente (Fig. S6). Sin embargo, nuestro estudio actual demostró que las proporciones de AUC de 18F-pretomanid (cerebro/plasma) eran altas (>1,5) al inicio del tratamiento (y permanecieron altas (>1) después de dos semanas de tratamiento (Fig. 4e). Los niveles de fármacos y metabolitos en el LCR también se midieron mediante espectrometría de masas, lo que demostró una penetración discordante en el parénquima cerebral y los compartimentos del LCR (P = 0,002, Fig. 4f-h y Tabla S3), mientras que los niveles de linezolid fueron más altos en el LCR en comparación con el cerebro. parénquima, los niveles de pretomanid y bedaquilina fueron mayores en el parénquima cerebral en comparación con el LCR. La bedaquilina sufre rápidamente N-desmetilación in vivo para formar un metabolito (M2), que también es activo contra M. tuberculosis. Encontramos que los niveles de M2 ​​(aunque todavía bajos) fueron mayores en el parénquima cerebral que el fármaco original (Tabla S3).

Se ha planteado la hipótesis de que los resultados de la meningitis tuberculosa también se asocian con cambios en la inflamación intracerebral2,5. Por lo tanto, también evaluamos los niveles de citoquinas inflamatorias seleccionadas en lisados ​​cerebrales, que no mostraron diferencias significativas entre los dos regímenes (Fig. S7).

Se reclutó a seis voluntarios sanos (tres hombres y tres mujeres), con un rango de edad de 20 a 53 años, en el primer estudio PET con 18F-pretomanid en humanos en curso en el Hospital Johns Hopkins (Tabla S4). Si bien este estudio no fue diseñado para evaluar la seguridad, los procedimientos fueron seguros, no se observaron efectos farmacológicos adversos o clínicamente detectables y no se detectaron anomalías anatómicas en ningún sujeto. Al igual que en los estudios con animales, después de la administración intravenosa, la pretomanida 18F se distribuyó rápidamente a todos los órganos principales y se excretó tanto por vía renal como hepatobiliar. Es importante destacar que la pretomanida 18F demostró una excelente penetración en el parénquima cerebral y el LCR, con una relación AUC (tejido/plasma)> 1 (Fig. 5 y Fig. S8). Además, y de manera similar a los hallazgos en los modelos animales, las exposiciones a 18F-pretomanid se compartimentaron con una penetración significativamente menor observada en el LCR (ventrículos), en comparación con el parénquima cerebral (Fig. 5; P = 0,018).

a Imágenes de proyección de máxima intensidad (MIP) de TC coronal y PET pretomanida 18F. b Curvas de tiempo-actividad (TAC) representativas del sujeto 1 en parénquima cerebral y LCR (ventrículos) mediante segmentación automatizada. Se analizaron un total de 45 volúmenes de intereses (VOI) de seis sujetos. Los TAC restantes se muestran en la Fig. S8. c Mapas de calor transversales de AUC de PET con 18F-pretomanid que demuestran una distribución espacialmente compartimentada. d Proporciones AUC4-55min (tejido/plasma) de la corteza y el LCR (ventrículos) (P = 0,018). Los estudios PET se basan en microdosis (ng-μg) administradas por vía intravenosa a seis sujetos humanos. SUV, valores de absorción estándar. Los datos se representan como mediana ± IQR. Las comparaciones estadísticas se realizaron mediante ANOVA de 2 vías seguido de la prueba de comparación múltiple de Bonferroni. Los datos de origen se proporcionan como un archivo de datos de origen.

Si bien la dosificación óptima de los medicamentos puede acortar los regímenes de tratamiento actuales, la dosificación subóptima es un factor importante que promueve la resistencia a los antibióticos, que la Organización Mundial de la Salud declaró como una de las diez principales amenazas para la salud humana26. En particular, la meningitis tuberculosa debida a cepas MDR carece de tratamientos altamente eficaces y se asocia con una mortalidad del 40 % al 100 % con los regímenes actuales5,6,7,9. Por lo tanto, existe una necesidad urgente de optimizar los tratamientos con antibióticos para la meningitis tuberculosa, especialmente para las causadas por cepas MDR.

La pretomanida se ha estudiado para la tuberculosis pulmonar y muestra una actividad bactericida en los pulmones dependiente del tiempo22. Sin embargo, existen datos limitados sobre su penetración en sitios privilegiados como el CNS2. Además, los tratamientos contra la tuberculosis pueden ser particularmente desafiantes debido a la coexistencia simultánea de lesiones heterogéneas con un microambiente complejo en el mismo huésped16,17,20,27. Por ejemplo, la barrera hematoencefálica (BHE) limita el acceso de varios antimicrobianos al SNC2,20. Aunque los estudios de espectrometría de masas han demostrado una buena penetración de pretomanid en el SNC en ratas sanas y no infectadas28, estos datos proporcionan medidas solo en un único momento y no proporcionan medidas espaciotemporales detalladas de concentración-tiempo en tejidos infectados. Además de los microambientes únicos en el sitio de la infección, las propiedades fisicoquímicas de fármacos específicos afectan los parámetros farmacocinéticos (PK), como la penetración y eliminación del fármaco29. Nuestros estudios demuestran que la pretomanida tiene una excelente penetración en el cerebro, incluidos los tejidos cerebrales infectados [(cerebro/plasma) ≥1] tanto en ratones como en conejos. Si bien estudios anteriores han demostrado que la penetración de rifampicina en el cerebro disminuye drásticamente tan pronto como dos semanas después del inicio de los tratamientos contra la tuberculosis17,20, nosotros demostramos que la penetración de pretomanida en el SNC sigue siendo alta [relación AUC (tejido/plasma) >1] incluso después del inicio del tratamiento. tratamiento con regímenes que contienen dexametasona, lo que disminuye la permeabilidad de la BHE.

Dada la alta penetración cerebral de la 18F-pretomanida, medimos la eficacia del régimen BPaL, actualmente el único régimen aprobado por la FDA de EE. UU. para la tuberculosis MDR, en el modelo murino de meningitis tuberculosa y lo comparamos con el tratamiento estándar de primera línea para la tuberculosis. tratamiento (HR10Z). Se administró dexametasona adyuvante con ambos regímenes según las pautas actuales de tratamiento de la meningitis tuberculosa. Si bien el régimen BPaL disminuyó la carga bacteriana en el cerebro (en comparación con ratones no tratados), sorprendentemente y contrariamente a lo que se observa para la tuberculosis pulmonar30, la actividad bactericida del régimen BPaL fue sustancialmente inferior al régimen estándar para la tuberculosis, incluso seis semanas después del tratamiento. iniciación.

Para comprender la eficacia inferior a la esperada del régimen BPaL, medimos la penetración de cada antibiótico en el SNC como niveles post mortem en un solo momento mediante espectrometría de masas y medimos el AUC de pretomanid en animales vivos mediante PET. Como se señaló, la pretomanida tiene una excelente penetración en el sistema nervioso central. Sin embargo, en estudios previos que utilizaron 18F-linezolid y 76Br-bedaquilina (ambos químicamente idénticos a los fármacos originales)18,25 hemos demostrado que los niveles de linezolid fueron más bajos de lo previsto según otra literatura publicada31, y los niveles de bedaquilina fueron sustancialmente más bajos, pero en en consonancia con los bajos niveles en el SNC observados en estudios publicados32,33. Es importante destacar que también demostramos concentraciones discordantes de antibióticos en el parénquima cerebral y en los compartimentos del LCR, que probablemente estén influenciadas por las propiedades de los fármacos. Por ejemplo, linezolid, una oxazolidinona con baja unión a proteínas que resultó beneficiosa en estudios retrospectivos para el tratamiento de la meningitis tuberculosa34, tenía concentraciones sustancialmente más altas en el LCR, pero se alcanzaron niveles más bajos en los tejidos cerebrales. Por el contrario, tanto la bedaquilina (y su metabolito M2) como la pretomanida, que son lipófilas y con una mayor capacidad de unión a proteínas, mostraron concentraciones más altas en el tejido cerebral en comparación con el LCR. Esto es consistente con la división diferencial de los fármacos en el parénquima cerebral rico en proteínas y lípidos versus el LCR, que es hidrófilo y bajo en proteínas. Hemos observado una discordancia similar entre el LCR y los compartimentos del tejido cerebral para los niveles de rifampicina y delamanida (también un nitroimidazol, con propiedades fisioloquímicas similares a las de la pretomanida)17,20,35 y marcadores de inflamación20. Los estudios actuales amplían este concepto y demuestran que las propiedades de los fármacos también influyen en la penetración discordante en el SNC.

La capacidad de realizar estudios clínicos traslacionales y entre especies con PET con 18F-pretomanid es una gran ventaja de esta tecnología. Por lo tanto, desarrollamos un esquema de radiosíntesis compatible con cGMP para 18F-pretomanid para facilitar la traducción clínica y realizar los primeros estudios de imágenes en humanos. La primera PET dinámica con 18F-pretomanid en humanos en controles sanos confirmó la excelente pero heterogénea penetración cerebral visualizada en nuestros modelos de meningitis tuberculosa en mamíferos, validando la PET con 18F-pretomanid como una poderosa herramienta traslacional en el desarrollo de fármacos y la optimización del tratamiento. Además, la señal de PET con 18F-pretomanid en el LCR (ventrículos cerebrales) fue significativamente menor que en otras regiones del parénquima cerebral. Estos resultados confirman la penetración de antibióticos compartimentalizada y discordante en el SNC y resaltan la importancia de utilizar modelos animales y tecnología de imágenes en humanos que puedan medir la exposición a antibióticos en el parénquima cerebral y en el LCR.

Nuestros estudios tienen algunas limitaciones que intentamos superar. Dado que incluso modificaciones menores en la estructura química de los antimicrobianos pueden provocar cambios drásticos en las propiedades fisicoquímicas y la actividad biológica de los fármacos de molécula pequeña, desarrollamos un enfoque radiosintético utilizando química de radiofluoración que conserva la identidad química de la pretomanida. Además, los estudios PET administraron microdosis (ng-μg) de 18F-pretomanida por sujeto para los estudios PET y la evidencia actual sugiere que la microdosis es un predictor confiable de la biodistribución del fármaco en dosis terapéuticas36,37. Otra limitación del estudio es que los niveles de fármaco por espectrometría de masas se midieron en Tmax (tiempo para alcanzar la concentración máxima) y representan un único punto temporal, y no curvas tiempo-concentración (AUC) medidas por PET. Esta diferencia en la medición podría explicar por qué se encontró que las proporciones cerebro/plasma eran mayores mediante espectrometría de masas en comparación con las proporciones AUC derivadas de PET. Además, dado que la pretomanida 18F se administra por vía intravenosa, el momento de la inyección corresponde a la Tmax plasmática y la captación cerebral alcanza la Cmax (concentración máxima) en los primeros 15 minutos. Por lo tanto, los primeros 60 minutos representan la concentración máxima de 18F-pretomanida para llegar al cerebro. Si bien los estudios con conejos utilizaron tanto machos como hembras, solo se utilizaron ratones hembra, y se requerirían estudios futuros con machos y hembras para investigar cómo el género puede afectar la farmacocinética de los pretomanidos. Finalmente, si bien la penetración reducida de linezolid y bedaquilina en el parénquima cerebral es una causa probable de la eficacia reducida del régimen BPaL en comparación con la terapia estándar contra la tuberculosis (HR10Z), se pueden considerar otros factores y se necesita más investigación. Por ejemplo, es posible que las bacterias de este modelo sean más susceptibles a HR10Z debido al efecto de la isoniazida contra las bacterias de rápida replicación. Además, sería útil un estudio de aumento de dosis para evaluar si dosis aumentadas de linezolid y/o bedaquilina podrían mejorar los resultados, como observamos anteriormente con dosis altas de rifampicina. Sin embargo, en este caso, las preocupaciones de seguridad relacionadas con dosis más altas de linezolid y bedaquilina podrían ser limitantes, y en su lugar se podrían probar análogos.

Aquí mostramos el valor añadido de las tecnologías de imagen para la caracterización de nuevos fármacos y la optimización del tratamiento. El uso de antimicrobianos radiomarcados, combinado con técnicas de microbiología convencionales y nuevos modelos animales, ofrece un potencial inigualable para evaluar de forma no invasiva los perfiles farmacocinéticos en tejidos infectados, caracterizados por lesiones complejas y heterogéneas que existen simultáneamente en el mismo huésped27. Es importante destacar que nuestros estudios demuestran que la pretomanida tiene una excelente penetración en el SNC, lo que se confirmó en los primeros estudios con pretomanida 18F en humanos, lo que sugiere que se deben considerar nuevos regímenes basados ​​en pretomanida en combinación con otros antibióticos activos contra cepas MDR y con una excelente penetración en el cerebro. para el tratamiento de la meningitis por tuberculosis multirresistente. Finalmente, nuestros estudios reafirman la penetración antibiótica compartimentada y discordante en el SNC, que están relacionadas con las propiedades fisicoquímicas del antibiótico. En general, este es un hallazgo importante ya que los estudios del LCR se utilizan comúnmente en muchos ensayos clínicos, pero el LCR puede no ser un sustituto adecuado de la enfermedad o los niveles de fármacos en los tejidos cerebrales.

El objetivo general de este estudio fue desarrollar pretomanid radiomarcado para perfiles dinámicos de concentración-tiempo utilizando PET para caracterizar la farmacocinética cerebral de los pretomanid (en estudios en animales y humanos) y evaluar la eficacia de un régimen que contiene pretomanid para la meningitis tuberculosa. Realizamos análisis entre especies para la validación preclínica de 18F-pretomanid como herramienta de imágenes moleculares para evaluar de forma no invasiva la penetración de fármacos en todo el cuerpo y luego optimizamos la radiosíntesis de 18F-pretomanid bajo cGMP para facilitar la ejecución de los primeros estudios en humanos. Se utilizó PET/CT dinámica con 18F-pretomanid para obtener TAC y AUC mediante la cuantificación de la señal de PET en VOI en modelos animales y estudios en humanos. En modelos animales, también se realizaron autorradiografía/histología post-mortem y espectrometría de masas para caracterizar la penetración cerebral heterogénea de los pretomanidos, tanto espacial como temporalmente. Dado el potencial desconocido de los regímenes que contienen pretomanidas para la meningitis tuberculosa, se probó BPaL, el único régimen que contiene pretomanidas aprobado por la FDA, en el modelo murino de meningitis tuberculosa para evaluar los niveles intraparenquimatosos del fármaco y la actividad bactericida longitudinalmente. Todos los protocolos fueron aprobados por los comités de bioseguridad, seguridad radiológica, cuidado y uso de animales de la Universidad Johns Hopkins (RB19M417, MO19M382) y de la Junta de Revisión Institucional (IRB00303845). La 18F-Pretomanid se utilizó de acuerdo con las pautas del Comité de Investigación de Medicamentos Radioactivos de la FDA para medicamentos en investigación.

La radiosíntesis de 18F-pretomanida se desarrolló por primera vez como una síntesis manual utilizando desplazamiento nucleofílico catalizado por plata para estudios preclínicos en animales. Para la traducción clínica, la radiosíntesis se adaptó a una síntesis automatizada de cGMP de 18F-pretomanida bajo irradiación con microondas en dimetilformamida en ausencia de sales de plata. Los detalles de la síntesis de 18F-pretomanid, incluido el precursor de radiomarcaje y los intermedios y la caracterización in vitro de 18F-pretomanid, están disponibles en materiales complementarios.

Se infectaron ratones C3HeB/FeJ hembra de cuatro a seis semanas de edad (Laboratorio Jackson) con aerosoles con reservas congeladas de M. tuberculosis (H37Rv), utilizando el sistema de exposición por inhalación Middlebrook (Glas-Col)38.

Se infectaron ratones hembra C3HeB/FeJ (de 7 a 8 semanas de edad, laboratorios Jackson) por vía intraventricular (reservas congeladas tituladas con ~6,5 log10 UFC de M. tuberculosis H37Rv) a través de un orificio de trépano utilizando una jeringa Hamilton (Hamilton, 88 000) y un instrumento estereotáxico ( Instrumento David KOPF, modelo 900, coordina 0,6 mm dorsal al bregma, 1,2 mm lateral a la línea media y 2 mm ventral)20. Se dejó incubar la infección durante 14 días.

Se infectaron intraventricularmente conejos blancos de Nueva Zelanda machos y hembras (de 5 a 7 días de edad, Robinson Services Inc.) (caldo congelado titulado con ~6,5 log10 de M. tuberculosis H37Rv) a través del bregma utilizando una jeringa de insulina de calibre 30. Antes de la infección, los conejos fueron sedados con clorhidrato de dexmedetomidina (0,2 µg/g; Zoetis, Florham Park, Nueva Jersey) y se aplicó anestesia tópica (lidocaína al 4%; Ferndale IP Inc., Ferndale, MI) en el bregma17,19,20. Se dejó que la infección se incubara durante al menos 14 días antes de realizar las imágenes.

Todos los experimentos con animales en este estudio fueron aprobados por el Comité de Uso y Cuidado de Animales de la Universidad Johns Hopkins.

A los ratones anestesiados (n = 4 por punto temporal) se les inyectó 18F-pretomanid (2,6 ± 1,9 MBq) a través de la vena de la cola y se sacrificaron 1, 2 y 4 h después de la inyección. Se recolectaron, pesaron y contaron la radiactividad gamma los órganos y tejidos de interés. Los datos se representan como porcentaje de dosis inyectada por peso de tejido (%ID/g).

Después de la inyección intravenosa de 18F-pretomanid, los animales se sacrificaron, se les perfundió con solución salina y se recogieron los cerebros. Los tejidos se incluyeron en OCT y se colocaron secciones de 20 µm en portaobjetos. Los portaobjetos radiactivos se colocaron dentro de un casete de exposición (GE, número de código 29175523) y se expusieron durante 2 a 5 vidas medias antes de ser revelados mediante imágenes de almacenamiento de fósforo (GE Typhoon). Después de la desintegración radiactiva, los tejidos utilizados para la autorradiografía se fijaron en formalina y se tiñeron con hematoxilina y eosina.

Las reservas de medicamentos se prepararon y administraron cinco días a la semana como se describió anteriormente30,39. Rifampicina (10 mg/kg/día), isoniazida (10 mg/kg/día), pirazinamida (150 mg/kg/día), pretomanida (50 mg/kg/día dividida dos veces al día), bedaquilina (25 mg/kg/día). día), y linezolid (100 mg/kg/día divididos dos veces al día) se prepararon para administración oral mediante sonda forzada y se preparó dexametasona para inyección intraperitoneal y se almacenó a 4 °C. Se utilizó una dosis en ratones para igualar la dosis equipotente estándar en humanos: rifampicina (10 mg/kg/día), isoniazida (10 mg/kg/día), pirazinamida (25 mg/kg/día), pretomanida (200 mg/día)40 , bedaquilina (dosis oral estándar)41 y linezolid (1200 mg/día)42. La eficacia del tratamiento se determinó mediante la carga bacteriana (UFC) de todo el cerebro a las 2 y 6 semanas después del inicio del tratamiento utilizando placas 7H11 suplementadas con carbón activado.

Se tomaron imágenes de ratones y conejos infectados con M. tuberculosis dentro de contenedores de biocontención transparentes y sellados, que cumplían con el nivel de bioseguridad (BSL) -3 y eran capaces de administrar una mezcla de O2 y anestésico para sostener a los animales vivos durante la toma de imágenes como se describió anteriormente43. La adquisición de PET y la posterior TC se realizaron utilizando nanoScan PET/CT (Mediso, Arlington, VA) y las imágenes se registraron automáticamente. PET/CT con 18F-Pretomanid: a los ratones se les inyectó 18F-pretomanid (TB pulmonar, 3,77 ± 1,78 MBq; meningitis tuberculosa, 3,88 ± 1,44 MBq) a través de la vena de la cola. A los conejos anestesiados se les inyectó 18F-pretomanid (4,65 ± 0,75 MBq) a través de la vena de la oreja. El momento de la inyección coincidió con el inicio de la adquisición dinámica de PET. PET/CT con 18F-FDG: Se tomaron imágenes de los animales como se describió anteriormente20.

Se recogieron muestras terminales (sangre, cerebro y LCR) al Tmax plasmático apropiado para cada antimicrobiano44,45,46. La sangre se recogió en tubos EDTA (BD Microtainer, Fisher Scientific) para la separación del plasma. La bedaquilina, el metabolito M2 de bedaquilina, la pretomanida y el linezolid en plasma, LCR y tejidos cerebrales de ratones infectados con M. tuberculosis se cuantificaron mediante cromatografía líquida de ultra alto rendimiento (UPLC) validada y espectrometría de masas en tándem (LC-MS/MS) en el Laboratorio de Farmacocinética de Enfermedades Infecciosas de la Universidad de Florida. Los rangos de las curvas estándar de calibración fueron bedaquilina (y metabolito M2) de 2,00 a 0,01 µg/ml, pretomanida de 30,00 a 0,01 µg/ml y linezolid de 30,00 a 0,03 µg/ml.

Se recogieron muestras para el análisis de citoquinas de los sobrenadantes después de la homogeneización del cerebro centrifugada y se almacenaron a -80 °C hasta el análisis. La IL-1α, el factor de crecimiento endotelial vascular A (VEGFA) y la metaloproteinasa de matriz-8 (MMP-8) se analizaron en ensayos Luminex Multiplex por el Centro de Inmunología Humana de Oncología de la Universidad Johns Hopkins.

La 18F-Pretomanid se sintetizó como una solución estéril con alta actividad específica (40,27 ± 12,82 GBq/μmol) y alta pureza radioquímica (>95 %) utilizando cGMP por el Johns Hopkins PET Radiotracer Center. Se obtuvo el consentimiento informado por escrito de todos los voluntarios sanos y se analizaron imágenes no identificadas. Todos los sujetos tuvieron un examen físico realizado por un médico capacitado y pruebas de laboratorio de detección antes de obtener imágenes para confirmar la elegibilidad. Cada sujeto recibió un bolo intravenoso de 359,52 ± 2,79 MBq de 18F-pretomanid seguido de PET dinámica utilizando un protocolo de lechos múltiples inmediatamente después de la inyección del trazador (0 a 60 min) y 180 min después de la inyección del trazador (180 a 210 min) utilizando Siemens Biograph. Escáner mCT de 128 cortes. Todos los sujetos fueron evaluados para detectar eventos adversos inmediatamente después de completar los estudios de imágenes y mediante una entrevista telefónica de seguimiento entre 20 y 25 días después de los estudios de imágenes. Un radiólogo capacitado también evaluó las imágenes de tomografía computarizada de todos los sujetos para evaluar cualquier anomalía anatómica.

Las imágenes PET/CT se analizaron utilizando VivoQuant 2020 (Invicro) o PMOD (3.402) para estudios en animales y humanos, respectivamente. En humanos, se utilizó la herramienta de segmentación cerebral (Hammers N30R83) para dibujar VOI y OsiriX MD 11.0 DICOM Viewer (Pixmeo SARL) para crear imágenes 3D MIP. Los datos de sangre se obtuvieron colocando un VOI en el ventrículo del corazón izquierdo y luego corrigiéndolo al plasma utilizando valores de hematocrito de sujetos individuales o hematocrito estándar47 y coeficiente de partición de glóbulos rojos de pretomanid48 (Tabla S5). Los datos de la PET se ajustaron por masa utilizando la densidad de cada órgano obtenida de la TC (unidades Hounsfield). Los datos se expresan como %ID/g o valores de absorción estándar (SUV) en estudios con animales o humanos, respectivamente. Las superposiciones de mapas de calor se crearon utilizando RStudio.

Los datos se analizaron utilizando Prism 8 versión 8.1.0 (GraphPad). Las AUC se calcularon utilizando la regla trapezoidal lineal. Las comparaciones se realizaron mediante una prueba de Mann-Whitney-Wilcoxon de dos colas o ANOVA seguida de la prueba de comparación múltiple de Bonferroni. Los valores de p ≤ 0,05 se consideraron estadísticamente significativos.

Más información sobre el diseño de la investigación está disponible en el Resumen del informe de Nature Portfolio vinculado a este artículo.

Todos los datos están disponibles en el texto principal o en los materiales complementarios. Los datos originales se proporcionan con este documento.

OMS. Informe mundial sobre tuberculosis. Ginebra: Organización Mundial de la Salud (2022).

Jain, SK y cols. Meningitis tuberculosa: una hoja de ruta para avanzar en la investigación básica y traslacional. Nat. Inmunol. 19, 521–525 (2018).

Artículo CAS Google Scholar

Wilkinson, RJ y cols. Meningitis tuberculosa. Nat. Rev. Neurol. 13, 581–598 (2017).

Artículo de Google Scholar

Chiang, SS y cols. Resultados del tratamiento de la meningitis tuberculosa infantil: una revisión sistemática y un metanálisis. Infección por lanceta. Dis. 14, 947–957 (2014).

Artículo de Google Scholar

Thwaites, GE y col. Efecto de la resistencia a los fármacos antituberculosos sobre la respuesta al tratamiento y el resultado en adultos con meningitis tuberculosa. J. Infectar. Dis. 192, 79–88 (2005).

Artículo de Google Scholar

Senbayrak, S. y col. Patrones de resistencia a los medicamentos antituberculosos en adultos con meningitis tuberculosa: resultados del estudio haydarpasa-iv. Ana. Clínico. Microbiol Antimicrobios. 14, 47 (2015).

Artículo de Google Scholar

Vinnard, C. y col. Mortalidad a largo plazo de pacientes con meningitis tuberculosa en la ciudad de Nueva York: un estudio de cohorte. Clínico. Infectar. Dis. 64, 401–407 (2017).

CAS Google Académico

Heemskerk, AD y col. Resultados clínicos de pacientes con meningitis tuberculosa resistente a los medicamentos tratados con un régimen antituberculoso intensificado. Clínico. Infectar. Dis. 65, 20-28 (2017).

Artículo CAS Google Scholar

Evans, EE y cols. Resultados a largo plazo de pacientes con meningitis tuberculosa: el impacto de la resistencia a los medicamentos. PLoS One 17, e0270201 (2022).

Artículo CAS Google Scholar

Keam, SJ Pretomanid: primera aprobación. Drogas 79, 1797–1803 (2019).

Artículo de Google Scholar

Stover, CK y cols. Un fármaco candidato a nitroimidazopirano de molécula pequeña para el tratamiento de la tuberculosis. Naturaleza 405, 962–966 (2000).

Artículo ADS CAS Google Scholar

Singh, R. y otros. PA-824 mata Mycobacterium tuberculosis no replicante mediante la liberación intracelular de NO. Ciencia 322, 1392-1395 (2008).

Artículo ADS CAS Google Scholar

Dogra, M. y col. Bioactivación comparativa del nuevo agente antituberculoso PA-824 en micobacterias y una fracción subcelular del hígado humano. Hno. J. Farmacéutica. 162, 226–236 (2011).

Artículo CAS Google Scholar

Lenaerts, AJ y cols. Pruebas preclínicas de la actividad del nitroimidazopirano PA-824 contra Mycobacterium tuberculosis en una serie de modelos in vitro e in vivo. Antimicrobiano. Agentes Chemother. 49, 2294–2301 (2005).

Artículo CAS Google Scholar

Muller, M., dela Pena, A. & Derendorf, H. Problemas de farmacocinética y farmacodinamia de agentes antiinfecciosos: distribución en los tejidos. Antimicrobiano. Agentes Chemother. 48, 1441-1453 (2004).

Artículo de Google Scholar

Ordóñez, AA et al. Las imágenes dinámicas en pacientes con tuberculosis revelan exposiciones heterogéneas a fármacos en lesiones pulmonares. Nat. Medicina. 26, 529–534 (2020).

Artículo CAS Google Scholar

Tucker, EW y cols. La tomografía por emisión de positrones no invasiva (11)C-rifampicina revela la biodistribución del fármaco en la meningitis tuberculosa. Ciencia. Traducción Medicina. 10, eau0965 (2018).

Artículo CAS Google Scholar

Mota, F. et al. Radiosíntesis y biodistribución de (18)F-Linezolid en ratones infectados con Mycobacterium tuberculosis mediante tomografía por emisión de positrones. Infección por SCA. Dis. 6, 916–921 (2020).

Artículo CAS Google Scholar

Tucker, EW y cols. Activación de microglía en un modelo de meningitis tuberculosa en conejos pediátricos. Dis. Modelo mecánico. 9, 1497-1506 (2016).

Artículo de Google Scholar

Ruiz-Bedoya, CA et al. Las dosis altas de rifampicina mejoran la actividad bactericida sin aumentar la inflamación intracerebral en modelos animales de meningitis tuberculosa. J.Clin. Invertir. 132, 1-11 (2022).

Khotavivattana, T. y col. Marcado con 18F de aril‐SCF3,‐OCF3 y‐OCHF2 con fluoruro [18F]. Angélica. Química. 127, 10129–10133 (2015).

ADS del artículo Google Scholar

Ahmad, Z. y col. PA-824 exhibe actividad dependiente del tiempo en un modelo murino de tuberculosis. Antimicrobiano. Agentes Chemother. 55, 239–245 (2011).

Artículo CAS Google Scholar

Agencia Europea de Medicamentos. Pretomanid FGK, Informe de evaluación. Agencia Europea de Medicamentos (2020).

Thwaites, GE y col. Dexametasona para el tratamiento de la meningitis tuberculosa en adolescentes y adultos. N. inglés. J. Med. 351, 1741-1751 (2004).

Artículo CAS Google Scholar

Ordóñez, AA et al. Radiosíntesis y bioimagen PET de (76)Br-bedaquilina en un modelo murino de tuberculosis. Infección por SCA. Dis. 5, 1996-2002 (2019).

Artículo CAS Google Scholar

OMS. Diez amenazas a la salud global. https://www.who.int/news-room/spotlight/ten-threats-to-global-health-in-2019 (2019).

Ordóñez, AA et al. Visualización de la dinámica de la patología de la tuberculosis mediante imágenes moleculares. J.Clin. Invertir. 131, 1-11 (2021).

Bratkowska, D. y col. Determinación del fármaco antituberculoso PA-824 en plasma, pulmón y tejido cerebral de rata mediante cromatografía líquida y espectrometría de masas en tándem: aplicación a un estudio farmacocinético. J. Cromatogr. Anal B. Tecnología. Biomédica. Ciencias de la vida. 988, 187-194 (2015).

Artículo CAS Google Scholar

Bjarnsholt, T. y col. La importancia de comprender el microambiente infeccioso. Infección por lanceta. Dis. 22, e88-e92 (2022).

Artículo CAS Google Scholar

Xu, J. y col. Contribución de pretomanid a nuevos regímenes que contienen bedaquilina con linezolid o moxifloxacina y pirazinamida en modelos murinos de tuberculosis. Antimicrobiano. Agentes Chemother. 63, 1-14 (2019).

Cerveza, R. y col. Farmacocinética de linezolid intravenoso en líquido cefalorraquídeo y plasma en pacientes de cuidados neurointensivos con ventriculitis estafilocócica asociada a drenajes ventriculares externos. Antimicrobiano. Agentes Chemother. 51, 379–382 (2007).

Artículo CAS Google Scholar

Akkerman, OW y cols. Farmacocinética de bedaquilina en líquido cefalorraquídeo y suero en meningitis tuberculosa multirresistente. Clínico. Infectar. Dis. 62, 523–524 (2016).

Google Académico

Upton, CM y cols. Farmacocinética de bedaquilina en líquido cefalorraquídeo (LCR) en pacientes con tuberculosis pulmonar (TB). J. Antimicrobios. Chemadre. 77, 1720-1724 (2022).

Artículo CAS Google Scholar

Sol, F. et al. Linezolid manifiesta un efecto terapéutico rápido y espectacular en pacientes con meningitis tuberculosa potencialmente mortal. Antimicrobiano. Agentes Chemother. 58, 6297–6301 (2014).

Artículo de Google Scholar

Tucker, EW y cols. Farmacocinética del sistema nervioso central delamanid en la meningitis tuberculosa en conejos y humanos. Antimicrobiano. Agentes Chemother. 63, 1-11 (2019).

Lappin, G., Noveck, R. & Burt, T. Microdosis y desarrollo de fármacos: pasado, presente y futuro. Opinión de expertos. Metab. de fármacos. Toxico. 9, 817–834 (2013).

Artículo CAS Google Scholar

Burt, T. y col. Enfoques de fase 0/microdosificación: ¿es hora de una aplicación generalizada en el desarrollo de fármacos? Nat. Rev.Droga Disco. 19, 801–818 (2020).

Artículo CAS Google Scholar

Weinstein, EA y cols. Determinación no invasiva de la farmacocinética de hidrazida del ácido 2-[18F]-fluoroisonicotínico mediante tomografía por emisión de positrones en ratones infectados por Mycobacterium tuberculosis. Antimicrobiano. Agentes Chemother. 56, 6284–6290 (2012).

Artículo CAS Google Scholar

Rosenthal, IM y cols. Comparación de rango de dosis de rifampicina y rifapentina en dos modelos murinos de tuberculosis patológicamente distintos. Antimicrobiano. Agentes Chemother. 56, 4331–4340 (2012).

Artículo CAS Google Scholar

Bigelow, KM, Tasneen, R., Chang, YS, Dooley, KE y Nuermberger, EL Eficacia preservada y toxicidad reducida con dosificación intermitente de linezolid en combinación con bedaquilina y pretomanida en un modelo de tuberculosis murina. Antimicrobiano. Agentes Chemother. 64, 1-13 (2020).

Andries, K. y col. Medicamento de diarilquinolina activo sobre la ATP sintasa de Mycobacterium tuberculosis. Ciencia 307, 223–227 (2005).

Artículo ADS CAS Google Scholar

Tasneen, R. y col. Contribución de las oxazolidinonas a la eficacia de nuevos regímenes que contienen bedaquilina y pretomanida en un modelo de tuberculosis en ratones. Antimicrobiano. Agentes Chemother. 60, 270–277 (2016).

Artículo CAS Google Scholar

Ordóñez, AA et al. Las imágenes de DPA-713 radioyodado se correlacionan con la actividad bactericida de los tratamientos contra la tuberculosis en ratones. Antimicrobiano. Agentes Chemother. 59, 642–649 (2015).

Artículo de Google Scholar

Irwin, SM et al. Las respuestas al tratamiento con bedaquilina y pirazinamida se ven afectadas por la heterogeneidad de las lesiones pulmonares en ratones C3HeB/FeJ infectados con Mycobacterium tuberculosis. Infección por SCA. Dis. 2, 251–267 (2016).

Artículo CAS Google Scholar

Nuermberger, E. et al. Quimioterapia combinada con nitroimidazopirano PA-824 y fármacos de primera línea en un modelo murino de tuberculosis. Antimicrobiano. Agentes Chemother. 50, 2621–2625 (2006).

Artículo CAS Google Scholar

Bigelow, KM y cols. Correlaciones farmacodinámicas de la actividad y toxicidad del linezolid en modelos murinos de tuberculosis. J. Infectar. Dis. 223, 1855–1864 (2021).

Artículo CAS Google Scholar

O'Connell, KE et al. Hematopatología murina práctica: una revisión comparativa e implicaciones para la investigación. comp. Medicina. 65, 96-113 (2015).

Google Académico

Stancil, SL, Mirzayev, F. & Abdel-Rahman, SM Perfilado de la pretomanida como opción terapéutica para la infección por tuberculosis: evidencia hasta la fecha. Desdrogas. Desarrollo. El r. 15, 2815–2830 (2021).

Artículo de Google Scholar

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Los autores desean agradecer a Eric Nuermberger (Hospitales Johns Hopkins) por su ayuda con la dosificación de antibióticos, a Mariah Klunk por su ayuda con las imágenes PET/CT y a Axia Chemicals Ltd. por desarrollar el precursor de la 18F-pretomanida. También queremos agradecer a todos los sujetos del estudio, así como a Amanda Henderson, Ergi Spiro y Jeff Leal (Hospitales Johns Hopkins) por su ayuda para reclutar sujetos humanos y curar los datos de imágenes humanas, respectivamente. Financiamiento: este trabajo fue financiado por los Institutos Nacionales de Salud de EE. UU. R01-AI145435-A1 (SKJ), R01-AI153349 (SKJ), R01-HL131829 (SKJ), R21-AI149760 (SKJ) y K08-AI139371 (EWT). .

Estos autores contribuyeron igualmente: Filipa Mota, Camilo A. Ruiz-Bedoya, Elizabeth W. Tucker, Daniel P. Holt.

Centro de Investigación de Imágenes de Infecciones e Inflamaciones, Facultad de Medicina de la Universidad Johns Hopkins, Baltimore, MD, 21287, EE. UU.

Philippe Mota, Camilo A. Ruiz-Bedoya, Elizabeth W. Tucker, Patricia De Jesus, Clara Erice, Xueyi Chen, Melissa Bahr, Kelly Flavahan, John Kim, Alvaro A. Ordonez y Sanjay K. Jain

Centro de Investigación de la Tuberculosis, Facultad de Medicina de la Universidad Johns Hopkins, Baltimore, MD, 21287, EE. UU.

Philippe Mota, Camilo A. Ruiz-Bedoya, Elizabeth W. Tucker, Patricia De Jesus, Clara Erice, Xueyi Chen, Melissa Bahr, Kelly Flavahan, John Kim, Alvaro A. Ordonez y Sanjay K. Jain

Departamento de Pediatría, Facultad de Medicina de la Universidad Johns Hopkins, Baltimore, MD, 21287, EE. UU.

Philippe Mota, Camilo A. Ruiz-Bedoya, Patricia De Jesus, Xueyi Chen, Melissa Bahr, Kelly Flavahan, Alvaro A. Ordóñez y Sanjay K. Jain

Departamento de Anestesiología y Medicina de Cuidados Intensivos, Facultad de Medicina de la Universidad Johns Hopkins, Baltimore, MD, 21287, EE. UU.

Elizabeth W. Tucker, Clara Erice y John Kim

Russell H. Morgan Departamento de Radiología y Ciencias Radiológicas, Facultad de Medicina de la Universidad Johns Hopkins, Baltimore, MD, 21287, EE. UU.

Daniel P. Holt, Martin A. Lodge, Mary Katherine Brosnan, Robert F. Dannals y Sanjay K. Jain

Laboratorio de farmacocinética de enfermedades infecciosas, farmacoterapia e investigación traslacional, Facultad de Farmacia de la Universidad de Florida, Gainesville, FL, 32610, EE. UU.

Carlos A. Peloquín

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FM, CAR-B. y SKJ conceptualizaron y diseñaron los estudios. FM y PDJ realizaron las radiosíntesis manuales. DPH y RFD desarrollaron la síntesis de cGMP. FM, CAR-B., PDJ, MB y KF realizaron los estudios en ratones. XC realizó el análisis de citoquinas. FM, CE, JK y EWT realizaron los estudios en conejos. EWT supervisó los estudios con conejos. AAO y SKJ escribieron el protocolo para los estudios en humanos. AAO, CAR-B., EWT y MKB reclutaron y dieron su consentimiento a los sujetos humanos y analizaron los datos de imágenes humanas. CAP realizó análisis de espectrometría de masas. SKJ proporcionó financiación y supervisó el proyecto. FM, CAR-B., EWT y SKJ escribieron el manuscrito con aportaciones sustanciales de todos los coautores.

Correspondencia a Sanjay K. Jain.

Los autores declaran no tener conflictos de intereses.

Nature Communications agradece a los demás revisores anónimos por su contribución a la revisión por pares de este trabajo. Los informes de revisión por pares están disponibles.

Nota del editor Springer Nature se mantiene neutral con respecto a reclamos jurisdiccionales en mapas publicados y afiliaciones institucionales.

Acceso Abierto Este artículo está bajo una Licencia Internacional Creative Commons Attribution 4.0, que permite el uso, compartir, adaptación, distribución y reproducción en cualquier medio o formato, siempre y cuando se dé el crédito apropiado a los autores originales y a la fuente. proporcione un enlace a la licencia Creative Commons e indique si se realizaron cambios. Las imágenes u otro material de terceros en este artículo están incluidos en la licencia Creative Commons del artículo, a menos que se indique lo contrario en una línea de crédito al material. Si el material no está incluido en la licencia Creative Commons del artículo y su uso previsto no está permitido por la normativa legal o excede el uso permitido, deberá obtener permiso directamente del titular de los derechos de autor. Para ver una copia de esta licencia, visite http://creativecommons.org/licenses/by/4.0/.

Reimpresiones y permisos

Mota, F., Ruiz-Bedoya, CA, Tucker, EW et al. Imágenes PET dinámicas con 18F-Pretomanid en modelos animales de meningitis tuberculosa y estudios en humanos. Nat Comuna 13, 7974 (2022). https://doi.org/10.1038/s41467-022-35730-3

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Recibido: 25 de agosto de 2022

Aceptado: 20 de diciembre de 2022

Publicado: 29 de diciembre de 2022

DOI: https://doi.org/10.1038/s41467-022-35730-3

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